流式细胞术常见问题集锦
2015-11-12
1、流式细胞仪上的FL2-W FL2-A FL2-H 分别是做什么的？
FL2-W是只检测荧光的脉冲宽度， FL2-H是指脉冲高度。通常在做细胞周期分析时应用，用于去除粘连细胞。
2、流式同型对照怎样选择？
同型对照（IsotypeControl）：使用与一抗相同种属来源、相同亚型、相同剂量和相同的免疫球蛋白及亚型的免疫球蛋白，用于消除由于抗体非特异性结合到细胞表面而产生的背景染色。如果一抗是多抗，可以用annormal serum（与一抗相同的正常血清） （must be the same species as primaryantibody）。This control is easy to achieve and can be used routinely
inimmunohistochemicalstaining.这个可以咨询试剂商。同型对照为免疫荧光标记中的阴性对照。由于荧光标记单抗的组来源不同，应选用相同来源的未标记单抗作为同型对照来调整背景染色。举个例子：比如检测一抗为单抗的mouseanti rat CD11b，clone OX-42 purified IgG，那么它的isotype 是mouse IgG2a，所以可以用purified（纯化的） mouse IgG2a来做OX-42的同型对照（Isotype Control）。一般的的生物技术公司和国内的代理都有出售。
同型对照：是指与MoAb相同的、未免疫小鼠的免疫球蛋白亚类，若使用直接免疫荧光染色法，同型对照也应标记荧光色素，如IgG1 FITC、IgG2ａ、PE等。主要考虑了细胞的自发荧光、FC受体介导的抗体结合和非特异性抗体结合等影响因素。此外，同型对照与MoAb所标记的荧光色素、浓度、F：P比值（标记的荧光色素与免疫球蛋白分子的比值）应该相同为最佳，这对准确设定阴性与阳性细胞的界标有重要意义，切忌使用与MoAb不相匹配的同型对照，最好为同一实验室、采用相同工艺或方法制备（如同一品牌）的产品。
3、流式细胞技术测定细胞内游离钙浓度为何要使用氯化钙？
在文献及其他专业网站中都有测定游离钙的方法，具体如下：
（1） 钙荧光探针负载；
（2）随机测定每管细胞悬液样品（以下简称样品）的单个细胞的荧光强度，记为F值。
（3）加入10%Triton X 100，（破膜用）；加入1 mmol/L氯化钙，（问题所在），吹打均匀，孵育1~10min，测定荧光即Fmax值。
（4）加入EGTA，20%26mu;l（钙螯合剂），孵育1~10min，激发波长488nm测定荧光，即Fmin值。
因为正常血浆中Ca2＋浓度是1mM，细胞外液的Ca2＋对细胞内Ca2＋有影响。加0.1%triton是增加膜通透性，使细胞外Ca2＋进入细胞内，作为最大值。加EGTA是为了螯合Ca2＋，作为最小值.生理环境中细胞内钙离子浓度远低于细胞外液（大约1：10000），细胞膜对钙的通透性变化对细胞内钙影响很大。
4、流式与werstern的区别？
（1）Western 是检测蛋白表达的金标准，可用于检测细胞多种类型的蛋白；流式细胞术的方法多用于检测细胞膜蛋白，虽然也可通过Triton-X100给细胞打孔的方法来检测胞内蛋白，但对于分泌蛋白却是无能为力的；（2）Western测蛋白含量对抗体的量需要很少，一般1：1000左右，而流式对抗体的需要量很大，一般1：50（很浪费抗体）；（3）采用Western方法检测细胞蛋白含量的变化一般要有内参，而流式一般要把每个样品分为两份，同时都做只加二抗（FITC标记的）的对照，这样平均到每个细胞的发光就不用内参了；（4）就个人经验而言，流式用多抗不好，单抗标出来不错。
不过流式的应用原理主要还是抗原和抗体反应和western、免疫组化没有本质差别，但是由于免疫组化和western都有酶催化底物的放大体系，因此，流式不适合检测低表达的蛋白，低表达的还是采用western（尤其是化学发光底物更佳）和免疫组化更好。当然，流式最大的一个特点就是，可以定量（百分比），如果是高表达的用流式细胞仪非常有优势。
5、FL1， FL2， FL3 的区别是什么?
是指在不同位置测得的荧光?还是不同波长的荧光?这3个参数到底测的是什么?有什么意义?
你的理解是正确的，其实FL1， FL2， FL3 是指不同的荧光通道.举个例子来说吧.我们用FITC/PE双标记的细胞，在488nm的激光激发下，这两种荧光染料分别发出波长不同的绿色和橙色荧光，然后这发出的荧光再通过滤光片分开，对应的是不同的波长的滤光片，一般在fl1那的是530nm的滤光片，在FL2那的是575nm的滤光片，这样就可以把在一起的荧光分开了。
6、用于做Western 或ELISA的一抗可否用于流式细胞术？
看你说明书上是怎么说的了，如果没有说就不可以做流式，需要另外买了。
7、MFI 和 GFI 的意义？
Geo Mean，叫做几何均数（geometricmean），常用于等级资料和对数正态分布资料，和常用的算数均数（mean）的计算方法不同。%26ldquo; %total或者%gate的结果%26rdquo;代表的是百分率，即细胞占总体细胞或者是门内细胞的百分比；用百分比作为统计指标，适用于荧光表达较强的指标。我看到你的流式图上，检测样本的荧光强度不是很强，属于弱表达的指标，若用百分率统计，就是会失去一部分弱阳性的数据。我建议可以用平均荧光强度（也就是mean值）作为统计指标，比较荧光强度的变化。
8、流式技术中的APC，pure 标记是什么意思呢?
荧光物质通常是指那些在受到一个波长激发后，处于一个能量不稳定的状态，能发射一个波长比激发波长长的光的一类物质。当然荧光并不都是受激发后发射的，如一些生物可以发射荧光，如荧火虫，发光细菌等，他们发出的光是通过体内的酶促反应而产生的，这个酶通常被称为荧光素酶.EB是一种荧光物质，它在受到紫外线照射后可以发出一可见光，常用于DNA、RNA电泳中。
APC
英文全名：allophycocyanin；中文名：别藻青蛋白；最大吸收峰：650nm，最大发射荧光峰：660nm，适用于双激光流式仪，可被600-640nm波长的激光激发。
PerCP
英文全名：peridinin chlorophyll protein，中文名：多甲藻叶绿素蛋白；最大激发波峰490nm，被488nm的氩离子激光激发后，发射光峰值约为677nm，与FITC、PE进行多色荧光染色补偿重叠较少，非特异性结合也较少。虽然较易使用，但量子产量不高，多用于检测表达较高的抗原。
9、怎样用流式细胞仪来鉴定小鼠BMDC？
检测小鼠BMDC主要是从形态学和细胞表面分子两方面来鉴定我做的时候就做了普通光镜下形态、电镜（扫描和透射），另外检测了小鼠BMDC表面的共刺激分子如CD86、CD11、CD80。还做了MHC II类分子的检测，还有MHCI类分子的检测，这些分子在DC表面都不是特异存在的，在巨噬细胞、淋巴细胞表面也有表达，所以目前并没有非常特异性的方法检测你的细胞一定就是DC，但是从形态和表面分子的检测结合来看，效果就比较好了.一般在幼稚的DC上述分子表达水平较低，DC成熟过程中，上述分子表达呈上调趋势，你可以在不同的培养时间分别检测。
10、请问流式细胞术单抗直接荧光需要几种对照？
首先确认你用的直标抗体的荧光染料是什么，再确定该抗体的来源种属，选择相应的同型对照。如：你现在想检测小鼠淋巴细胞表面的CD4抗原，荧光染料为FITC， 抗体来源为大鼠的IgG1亚型， 即Rat anti Mouse CD4-FITC （IgG1），你所需要的同型对照就应该是Rat IgG1-FITC， 一般的抗体说明上都会写清。
11、6孔板的细胞量能否做流式呀？
对于6孔板而言，每孔的表面积为10 cm2，依细胞种类不同在长满时达到的数量从5*10的5次方到5*10的6次方不等。6孔板绝对没问题的！甚至24孔板也可以正常做。不过用于调试仪器参数的正常细胞要多准备一些。
12、血液里的mononuclear cell（除外红细胞，血小板和破碎的细胞碎片），能不能用细胞大小来gating，只看我关心的细胞？
（1）红细胞还是小一些，无法100%区分，但还是可用把大部分红细胞gate掉。
（2）溶血也很重要，如果你的红细胞多的话。（我猜不少，如果用ficol的话）。可以用氯化铵溶液，如ACK（Lonzo），（3）CD45是所有白细胞都表达的，可以用来区分RBCvs. WBC13、细胞膜蛋白变化是用流氏检测好，还是要做western?
膜蛋白的提取，好像很费功夫，提取的不好，western结果也就不可信。流式需要的抗体很少，流式能够检测阳性表达细胞的比例，western能对总的表达定量，各有有缺点。
14、FCM检测表达结果到底是用百分比还是MFI？
我作出是单峰，原本我觉得用MFI表示较好。但我做的2个蛋白很奇怪，一个表达率高，但MFI值低；另一个表达率低，但MFI值高。我又作了SYBRGREEN 定量PCR，发现mRNA 的表达基本与百分比相符，而与MFI值不太一致。
个人认为如果有明显阴性细胞群和阳性细胞群，应计算百分比；无明显分群，仅荧光强度发生变化的应该用MFI。如果是整体峰移（或者叫单峰），那么根本不存在MFI之外的任何合理的指标，不管MFI跟其它指标吻合度如何，这就是客观数据、客观事实。
15、培养细胞的bcl-2及Bax蛋白的检测？
首先制成单细胞悬液，PBS洗涤后用胞内染色试剂盒（很多公司都有，其实就是固定剂加增透/打孔剂）进行处理，再进行抗体孵育标记染色，洗涤后上样。
16、流式检测胞内抗原时打孔液的配方？
打孔液有很多种，方法也有很多。与你的实验方法相关。我用过酒精固定或Triton X-100（我做的都是培养的细胞）：
（1）70%的酒精固定24小时即可，不再需要再打孔。如在PI染色测细胞周期或凋亡。
（2）Triton X-100是比较强烈的穿孔剂。0.1% Triton X-100/PBS（再加
0.1%BSA）是比较温和一点。浓度可适当提高。作用时间以几分钟为宜。这个
时间必须要自己试。时间长了细胞易破裂，短了则打孔不够。如果你要染胞浆，则时间适当短些，如果要染内质网或核内等，由于要对两层膜性结构打孔，时间当然会长一些（3）可以试试0.1% saponin（皂素）
17、标本必须在抗体染色后30分内检测吗？
SOP是这么说的：
（1）Keep samples after staining covered with aluminum foil and at 4 0C（in the refrigerator） until they are run for flow analysis. The samplesshould be
analyzed within 48 hours. Fluorescence loses its brightness ifcells are not kept properly： not at 4 0C， or are exposed to light（2）Ifcells are not fixed with paraformaldehyde， keep the samples on ice andrun them immediately after staining isaccomplished因此，如果你没有用PBS洗的话，可以用
paraformaldehyde固定，放置48小时。洗了后应该尽快检测。如果做好不能及时检测，我们一般是加入等量的2%的多聚甲醛固定，4度冰箱避光贮存。一般过夜没有问题，第二天同样PBS2ml 洗涤细胞一次，上机检测。
18、如何分选原始红细胞？
CD71（转铁蛋白受体）--幼稚细胞的标记
CD235（GPA）--红细胞的标记（小鼠有Ter119）
双阳性细胞即为幼稚红细胞，但无法区分原始及中晚幼红.
19、请问流式检测膜蛋白表达的变化用多克隆抗体出结果的机会大吗？
流式的抗体和WB的抗体是不同的（有部分可以通用），多抗一般是大的变性蛋白为抗原制备的，而WB的中被检测蛋白就是变性状态，所以很吻合，而流失中一般蛋白还是保持了天然构象，所以产生的多抗可能不太好，而需要用很小特定的决定簇为抗原制备单克隆抗体。
20、在下最近作人外周血流式，作表面及其胞内染色，试剂说明书说要先分离外周血单个核细胞再染色，我有时候分的红细胞比较多，其他的方法试过了，都改进的不好，我担心红细胞会有影响，想在分离出PBMC以后如果红细胞比较
多的话，就用红细胞裂解液裂解一下，但是我有如下问题，希望这样做过的同志指点一下，感激不禁。
（1）有人这样在分离PBMC以后再裂解的吗（我知道一般是在全血染色后再裂解红细胞）？
（2）这样会影响流式检测吗？
（3）用的裂解液配方是什么（最好是自己用过的）。
（4）用法是什么｛我是在如果PBMC分出来以后要是红细胞比较多的时候使用，这样要怎样把分出的PBMC稀释，加多少裂解液 裂解多长时间，裂解后洗涤几次等等｝。
我曾做骨髓液分离单个核细胞而后做流式，一般来说用Ficoll分过之后即便还有红细胞残留，上流式也可通过%26ldquo;设门%26rdquo;根据细胞形态大小将红细胞剔除。若红细胞残留太多，则可通过红细胞裂解液进一步去除之。我用的裂解液配方是：
碳酸氢钾（KHCO3） 1.0g
氯化氨（NH4CL） 8.3g
EDTA-Na2 0.037g 加双H2O至1000ml，为工作液。
配好后4度冰箱保存，使用时效果更好。我是在Ficoll分过之后用的，所以一般根据离心后EP管里细胞团的大小加红细胞裂解液，通常5ml骨髓液分离单个核细胞后得到的细胞再加500ul裂解液，震荡混匀置2－5分钟红细胞就基本上裂解干净了。洗涤次数看白细胞多少而定，因为洗的次数越多，损失就越多。我一般洗一到两次就OK了．做了很久没发现这样处理影响结果。有一点，我是在这样处理后才标记抗体的，楼上的说是标记过才溶红细胞，所以建议在溶的时候时间不宜过长，洗涤次数也不宜过多，以免将标记上的单抗洗脱。
21、请问下表中流式细胞仪给出的平均值是什么意思，是怎样得到的，有些文献中提到%26ldquo;fluorescence per cell%26quot;，是下面的mean值吗，还是要用mean值除以第1栏的细胞数events，才能得到fluorescence per cell ？
mean 值就是每个细胞的平均荧光强度，不用再除细胞数。这只是个相对值，如果求绝对值，应用已知荧光剂浓度值对应仪器给出的mean值，做标准曲线。以后你得到的mean值，就可以根据这条标准曲线查出真正的荧光浓度值。
22、流式中检测细胞表面和细胞内蛋白表达水平的抗体有何区别？
抗体只是针对相应抗原的，至于是针对胞内还是胞膜对你检测来说并无明显影响，你只需要查清楚到底是针对哪一个部位的抗原的，应该是可以用同一种抗体进行检测的，在流式操作时只需注意：如果是针对胞内，则需要加破膜剂，让抗体能和相应抗原接触，否则就不需要了。
23、请教各位前辈：只要是荧光抗体久可以用于共聚焦显微镜吗？
一般情况下都是可以的。但有时候强度不够，需要选择荧光强度大的染料，比如Alexa系列的。
24、流式细胞仪检测细胞周期是否需要鸡红细胞作参照？
不用，标准微球做完laser alignment（光路校正）就可以了。尽量把微球的各色CV值控制在1.5以内。
25、我现在要用间接法流式细胞术，刚买了荧光二抗，是KPL的
fluorescein-labeled affinity purified antibody to mouse IgG+IgM（H+L） produced in goat .说明说上提示要用TBS或是BSA或milk diluent/blocking solution液稀释。稀释至1：10～1：100。请问BSA是不是小牛血清，要用多少浓度的。TBS液我没有，还有可否用注射用水稀释。
BSA：牛血清白蛋白，浓度可以在一定范围内1%~5%，具体可参考其他抗体说明书。
TBS：Tris buffer saline。就是Tris的盐溶液，很常规的溶液，配方：20mM Tris-HCl（ph8.0），150mM NaCl。
你说的注射用水应该就是生理盐水吧，这对抗体来说是不利的，虽然在基础条件很差的情况下会用这个溶液，但是还不如PBS溶液。既然是做流式，按照正规程序操作抗体，得到的结果也最能反映真实情况。
26、流式细胞检测中怎样把对照和样本的检测结果放在一张图中？
分析获取数据是分开进行的，不可以混在一起上样。首先通过阴性对照调节基本电压，固定条件后进行样品检测，分别保存结果。利用流式软件的multigraph中的overlap可以将阴性对照和样品结果相应图进行叠加，这只是获取数据后对结果的组合和加工。
流式细胞术概述
2015-08-05sui-精益瑞达
流式细胞术概述
流式细胞术(Flow Cytometry)是七十年代发展起来的高科学技术,•它集计算机技术、激光技术、流体力学、细胞化学、细胞免疫学于一体,是一种对处在液流中的细胞或其他生物微粒，以及人工合成微球逐个进行多种物理或生物学特征快速定量分析和分选的技术。它不仅可测量细胞大小、内部颗粒的性状,还可检测细胞表面和细胞浆抗原、细胞内DNA、RNA含量等,可对群体细胞在单细胞水平上进行分析,在短时间内检测分析大量细胞,并收集、储存和处理数据,进行多参数定量分析;能够分类收集(分选)某一亚群细胞,分选纯度＞95%。
对比起其他技术方法，流式细胞术拥有其明显的特点和优势，因而在血液学、免疫学、肿瘤学、药物学、分子生物学等学科广泛应用。
（1） 快速地細胞分析
（2） 以单一细胞为基础
（3） 定量性荧光分析
（4） 相关性多参数分析
（5） 无需细胞分离步骤
（6） 可分选有关细胞，进行培养或再分析
流式细胞术发展简史
1934年，Moldavan1首次提出了使悬浮的单个血红细胞等流过玻璃毛细管，在亮视野下用显微镜进行计数，并用光电记录装置计测的设想，在此之前，人们还习惯于测量静止的细胞，因为要使单个细胞顺次流过狭
窄管道容易造成较大的细胞和细胞团块的淤阻。1953年Crosland–Taylor根据雷诺对牛顿流体在圆形管中流动规律的研究认识到：管中轴线流过的鞘液流速越快，载物通过的能力越强，并具有较强的流体动力聚集作用。于是设计了一个流动室，使待分析的细胞悬浮液都集聚在圆管轴线附近流过，外层包围着鞘液；细胞悬浮液和鞘液都在作层液。这就奠定了现代流式细胞术中的液流技术基础。
1956年，Coulter在多年研究的基础上利用Coulter效应生产了Coulter 计数器。其基本原理是：使细胞通过一个小孔，只在细胞与悬浮的介质之间存在着导电性上的差异，便会影响小孔道的电阻特性，从而形成电脉冲信号，测量电脉冲的强度和个数则可获得有关细胞大小和数目方面的信息。1967年Holm等设计了通过汞弧光灯激发荧光染色的细胞，再由光电检测设备计数的装置。1973年Steinkamp设计了一种利用激光激发双色荧光色素标记的细胞，既能分析计数，又能进行细胞分选的装置。这样就基本完成了现代FCM计数技术的主要历程。
现代的FCM数据采集和分析技术是从组织化学发源的，其开拓者是Kamentsky。1965年，Kamentsky在组织化学的基础上提出了两个新设想：（1）细胞的组分是可以用光光度学来定量测定的，即分光光度术可以定量地获得有关细胞组织化学的重要信息。（2）细胞的不同组分可以同时进行多参数测量，从而可以对细胞进行分类。换句话说，对同一细胞可以同时获得有关不同组分的多方面信息，用作鉴别细胞的依据。Kamentsky不仅思路敏捷，而且能身体力行。他是第一个把计算机接口接到仪器上并记录分析了多参数数据的人，也是第一个采用了二维直方图来显示和分析多参数的人。
流式细胞术在细胞化学中的应用的先驱者是Van Dilla和美国的Los Alamos小组。他们在1967年研制出流液束、照明光轴、检测系统光轴三者相互正交的流式细胞计的基础上，首次用荧光Feulgen反应对DNA染色显示出DNA的活性与荧光之间存在着线性关系，并在DNA的直方图上清楚地显示出细胞周期的各个时相。Gohde 和Dittrich接着把这项技术推向实用，他们用流式细胞术测定细胞周期借以研究细胞药代动力学问题。FCM用于免疫组织化学中的关键是对细胞进行免疫荧光染色，其它和在细胞化学的应用并没有多大差异。
近20年来，国内外在FCM上都做了不少的研究和应用工作，也取得了不少成果。特别是随着仪器和方法和日臻完善，人们越来越致力于样品制备、细胞标记、软件开发等方面的工作以扩大FCM的应用领域和使用效果。FCM在免疫组织化学中的应用也大致差不多，并注重了在临床应用的推广
流式细胞仪
1. 流式细胞仪概述
流式细胞仪（Flow Cytometer，FCM）是流式细胞术的主要设备。它是通过测量细胞及其他生物颗粒的散射光和标记荧光强度，来快速分析颗粒的物理或化学性质，并可以对细胞进行分类收集的高精密仪器。流式细胞仪可以高速分析上万个细胞，并能同时从一个细胞中测得多个细胞特征参数，进行定性或定量分析，具有速度快、精度高、准确性好等特点。
BD公司临床型流式细胞仪FACSCalibur
国内使用的流式细胞仪主要由美国的两个厂家Beckman-Coulte公司(产品如EPICS ALTRA和EPICS XL/XL-MCL)和Becto n-Dickinson公司（产品如FACS Vantage、FACS Calibur 和FACS Canto等）生产。流式细胞仪主要有两三类:（1）临床型（又称小型机、台式机），其特点是仪器的光路调节系统固定，
自动化程度高，操作简便，易学易掌握。（2）综合型（又称大型机、分析型），其特点是分辨率高，可快速将所感兴趣的细胞分选出来，并可以将单个细胞或指定个数的细胞分选到特定的培养孔或培养板上，同时可选配多种波长和类型的激光器，适用于更灵活的科学研究。（3）新型流式细胞仪，随着激光技术的不断发展，仪器选用多根激光管，多时可同时检测十几个荧光参数。还可以实现高速分选，速度达到50000个/每秒。通过激光技术与显微拍摄技术的结合，产生了更新的图象流式细胞技术和仪器（如Amnis公司的ImageStream System），可以得到更多的参数和实验效果，极大地满足了科学研究的需要。
流式细胞仪主要技术指标：
（1）流式细胞仪的分析速度：一般流式细胞仪每秒检测1000～5000个细胞,大型机可达每秒上万个细胞。
（2）流式细胞仪的荧光检测灵敏度：一般能测出单个细胞上
（3）前向角散射（FSC）光检测灵敏度：前向角散射（FSC）反映被测细胞的大小,一般流式细胞仪能够测量到0.2μm～０.5μm。
（4）流式细胞仪的分辨率：通常用变异系数CV值来表示，,一般流式细胞仪能够达到
（5）流式细胞仪的分选速度：一般流式细胞仪分选速度＞1000个/秒，分选细胞纯度可达99%以上。
2. 流式细胞仪主要构造和工作原理
流动室及液流驱动系统
流式细胞仪主要由以下五部分构成:①流动室及液流驱动系统；②激光光源及光束形成系统；③光学系统；④信号检测与存储、显示、分析系统；⑤细胞分选系统。
流动室（Flow Cell或Flow Chamber）是流式细胞仪的核心部件，流动室由石英玻璃制成，单细胞悬液在细胞流动室里被鞘流液包绕通过流动室内的一定孔径的孔,检测区在该孔的中心，细胞在此与激光垂直相交，在鞘流液约束下细胞成单行排列依次通过激光检测区。流动室里的鞘液流是一种稳定流动，控制鞘液流的装置是在流体力学理论的指导下由一系列压力系统、压力感受器组成，只要调整好鞘液压力和标本管压力,鞘液流包绕样品流并使样品流保持在液流的轴线方向，能够保证每个细胞通过激光照射区的时间相等，从而使激光激发的荧光信息准确无误。
流式细胞仪可配备一根或多根激光管，常用的激光管是氩离子气体激光管，它的发射光波长488nm,此外可配备氦氖离子气体激光管（波长633nm）和/或紫外激光管。
流式细胞仪的主要测定信号荧光是由激发光激发的，荧光信号的强弱与激发光的强度和照射时间相关，激光是一种相干光源,它能提供单波长、高强度、高稳定性的光照，正是能达到这一要求的理想的激发光光源。 在激光光源和流动室之间有两个圆柱形透镜，将激光光源发出的横截面为圆形的激光光束聚焦成横截面较小的椭圆形激光光束(22μm×66μm)，在这种椭圆形激光光斑内激光能量成正态分布，使通过激光检测区的细胞受照强度一致。
光学系统和信号检测系统
流式细胞仪的光学系统由若干组透镜、小孔、滤光片组成，大致可分为流动室前和流动室后两组。流动室前的光学系统由透镜和小孔组成，透镜和小孔（一般为2片透镜、1个小孔）的主要作用是将激光光源发出的横截面为圆形的激光光束聚焦成横截面较小的椭圆形激光光束，使激光能量成正态分布，使通过激光
信号存储、显示、分析系统
（一）信号存储
存储在流式细胞仪的计算机硬盘或软盘内的数据一般是以List mode(列表排队)方式存入的,采用List mode方式有两大优点:①节约内存和磁盘空间 ②易于加工处理分析。
（二）信号显示和分析
由于List mode方式数据缺乏直观性，数据的显示和分析一般采用一维直方图(图5)、二维点阵图(图6)、等高线图(图7)和密度图(图8)。
1．单参数数据显示和分析：细胞的每一个单参数测量数据用直方图来显示，图中横坐标表示散射光或荧光信号相对强度值，其单位是道数，可以是线性的，也可以是对数的；纵坐标表示细胞数。见图5一维直方图，图中横坐标是PE荧光信号相对强度值（对数），纵坐标表示细胞数;根据实验者设定的―门‖（直线门），仪器的计算机就会给出测定值（包括阳性细胞%和平均荧光强度）。
2. 双参数数据显示和分析：细胞的双参数测量数据和细胞数量的关系用一维直方图、二维点阵图、等高线图和密度图显示和分析。如图4的二维点阵图，是正常人外周血白细胞的前向散射光（FS）和侧向散射光（SS）组成的点阵图，横坐标和纵坐标均是线性的，图中淋巴细胞、单核细胞、粒细胞很明显地分为3群，可以很容易地圈―门‖（Bitmap，无定型门），分析各亚群细胞的数据。图6二维点阵图是细胞的两种荧光（PE-Cy5和Alexa405-A）双参数数据显示，横坐标代表PE-Cy5，纵坐标代表Alexa405-A，图中已设定适当的―门（十字门）‖，十字门的D1、D2、D3、D4门分别代表Alexa405-A单阳性细胞、PE-Cy5和Alexa405-A双阳性细胞、阴性细胞、PE-Cy5单阳性细胞。仪器的计算机就会给出两种荧光测定值（包括阴性细胞%、两种荧光各自的阳性细胞%、两种荧光的双阳性细胞%、各群细胞的平均荧光强度）。图7和图8分别是测定细胞的两种荧光双参数数据的密度图和等高线图，横坐标和纵坐标分别代表一种荧光参数，同理只要设定十字门就可得到两种荧光的各种测定值，密度图和等高线图较点阵图更直观。
3．三参数数据显示和分析：细胞的三参数测量数据和细胞数量的关系每两个数据组成一对（三参数测量数据和细胞数量每两个数据可组成6对数据）用一维直方图、二维点阵图、等高线图和密度图显示和分析。三个荧光数据关系用分光图（prism）表示，分光图可直接给出8个数据（如用ABC代表3种荧光，可有A+B+C+、A+B+C-、A+B-C-、A-B+C+、A-B+C-、A-B-C+、A+B-C+、A-B-C-）。
细胞分选系统
如在细胞流动室上装有超声压电晶体,通电后超声压电晶体发生高频震动，可带动细胞流动室高频震动,•使细胞流动室喷咀流出的液流束断成一连串均匀的液滴,每秒钟形成液滴上万个。每个液滴中包含着一个样品细胞,•液滴中的细胞在形成液滴前已被测量,如符合预定要求则可被充电,在通过偏转板的高压静电场时向左或向右偏转被收集在指定容器中,•不含细胞液滴或细胞不符合预定要求液滴不被充电亦不发生偏转进入中间废液收集器中,从而实现了分选。•分选的详细原理和操作请有兴趣者参考有关文献。
流式细胞术的发展动态
2015-11-18
一、流式细胞术与显微技术结合
流式细胞术最初的设计灵感来自于荧光显微镜技术，经过40多年的发展，它一直在数字化的方向上不断进步、日臻完善。当人们发现它已经无需改进的时候，又回到了最初的问题：流式细胞术如何精确地反映每一个细胞特异的生命活动，如细胞间相互作用、细胞内吞、自噬、共定位、细胞形变等现象？如何发现极具价值的小概率事件，例如B细胞有丝分裂各个时期中的抗原极化现象等？这些问题无疑对现有的流式细胞仪提出了挑战。为解决这些问题，发展了流式细胞术与显微技术结合的新技术——成像流式细胞术（imaging flow cytometry, IFC）。 IFC汲取了流式细胞术的多参数、高通量和快速处理数据的能力，以及荧光显微镜能够精确描绘细胞形态、结构等形象化信息这两种技术的精华，极大地提高了流式细胞术的准确性，避免了以往单纯靠数字化图像分析引起的误判，又能准确定量，是流式细胞术发展史上的又一个里程碑。IFC的出现极大地扩展了流式细胞术的应用范围，是流式细胞术一个重要的发展方向，既扩大了研究的广度、又延展了研究的深度，必将开创一个生物技术的新时代。
二、流式细胞术与质谱技术结合
质谱流式术（mass cytometry）是流式细胞术发展的又一个方向。传统的流式细胞仪一般能够同时检测6~10种不同颜色的荧光，11~15色也是可能的。据报道，最新的流式细胞仪最多安装了7个激光，能够检测22色。当然，在大多数情况下这22色不同时使用，因为存在着荧光的校正补偿问题，误差提高了，检测结果不准确。
以流式细胞术为核心，用质谱代替荧光素，检测参数达到了100多种，极大地扩展了流式细胞术原有的极限。质谱细胞术使用抗体共轭螯合金属离子标签代替传统的荧光素，两种染色方法显示了一致性。质谱染色虽然没有荧光染色的检测灵敏度高，但是质谱不需要荧光补偿，没有背景噪声，这是质谱的优势。因此，质谱细胞术检测灵敏度和准确性毋庸置疑。
最近利用质谱细胞仪检测健康人骨髓细胞，同时测定了34个参数。不但能正确归类十多种不同类型的免疫细胞，还能观察到各类免疫细胞的内部变化、功能信号状态、细胞信号反应等。质谱细胞术特别适合于研究生物体的复杂系统内部的关系，可详细描述系统中每一个细胞的表型、功能以及它们之间的联系，延伸了流式细胞术的多元分析能力，而采用质谱做检测工具，使检测参数在数量上有了质的飞跃。
源自——杜丽颖、冯仁青，《流式细胞术》（第二版），北京大学出版社，2014
【科普】流式细胞术
2016-02-02
来源：百度百科
流式细胞术（Flow Cytometry， FCM）是一种在功能水平上对单细胞或其他生物粒子进行定量分析和分选的检测手段，它可以高速分析上万个细胞，并能同时从一个细胞中测得多个参数，与传统的荧光镜检查相比，具有速度快、精度高、准确性好等优点，成为当代最先进的细胞定量分析技术。
一、简介
一种在液流系统中，快速测定单个细胞或细胞器的生物学性质，并把特定的细胞或细胞器从群体中加以分类收集的技术。其特点是通过快速测定库尔特电阻、荧光、光散射和光吸收来定量测定细胞 DNA含量、细胞体积、蛋白质含量、酶活性、细胞膜受体和表面抗原等许多重要参数。根据这些参数将不同性质的细胞分开，以获得供生物学和医学研究用的纯细胞群体。目前最高分选速度已达到每秒钟3万个细胞。
概要来说，流式细胞术主要包括了样品的液流技术、细胞的分选和计数技术，以及数据的采集和分析技术等。FCM目前发展的水平凝聚了半个世纪以来人们在这方面的心血和成果。
二、背景历史
1934年，Moldavanl首次提出了使悬浮的单个血红细胞等流过玻璃毛细管，在亮视野下用显微镜进行计数，并用光电记录装置计测的设想。1953年
Crosland-Taylor根据雷诺对牛顿流体在圆形管中流动规律的研究认识到：管中轴线流过的鞘液流速越快，载物通过的能力越强，并具有较强的流体动力聚集作用。于是设计了一个流动室，使待分析的细胞悬浮液都集聚在圆管轴线附近流过，外层包围着鞘液；细胞悬浮液和鞘液都在作液层。这就奠定了现代流式细胞术中的液流技术基础。
1956年，Coulter在多年研究的基础上利用Coulter效应生产了Coulter计数器。其基本原理是：使细胞通过一个小孔，只在细胞与悬浮的介质之间存在着导电性上的差异，便会影响小孔道的电阻特性，从而形成电脉冲信号，测量电脉冲的强度和个数则可获得有关细胞大小和数目方面的信息。1967年Holm等设计了通过汞弧光灯激发荧光染色的细胞，再由光电检测设备计数的装置。1973年
Steinkamp设计了一种利用激光激发双色荧光色素标记的细胞，既能分析计数，又能进行细胞分选的装置。这样就基本完成了现代FCM计数计数的主要历程。
现代FCM数据采集和分析技术是从组织化学发源的，其开拓者是Kamentsky。1965年，Kamentsky在组织化学的基础上提出了两个新设想：
1、细胞的组分是可以用光度学来定量测定的，即分光光度术可以定量地获得有关细胞组织化学的重要信息；
2、细胞的不同组分可以同时进行多参数测量，从而可以对细胞进行分类。换句话说，对同一细胞可以同时获得有关不同组分的多方面信息，用作鉴别细胞的依据。
流式细胞术在细胞化学中的应用的先驱者是Van Dilla和美国的Los Alamos小组。他们在1967年研制出流液束、照明光轴、检测系统光轴三者相互正交的流式细胞计的基础上，首次用荧光反应对DNA染色显示出DNA的活性与荧光之剑存在着线性关系，并在DNA的直方图上清楚地显示出细胞周期的各个时相。Glhde和Dittrich接着把这项技术推向实用，他们用流式细胞术测定细胞周期借以研究细胞药代动力学问题。FCM用于免疫组织化学中的关键是对细胞进行免疫荧光染色。
三、特点
1、测量速度快；
2、可进行多参数测量；
3、是一门综合性的高科技方法（ FCM综合了光学，电子学，流体力学，细胞化学，免疫学，激光和计算机等多门学科和技术）；
4、既是细胞分析技术，又是精确的分选技术。
四、工作原理
将待测细胞染色后制成单细胞悬液。用一定压力将待测样品压入流动室，不含细胞的磷酸缓冲液在高压下从鞘液管喷出，鞘液管入口方向与待测样品流成一定角度，这样，鞘液就能够包绕着样品高速流动，组成一个圆形的流束，待测细胞在鞘液的包被下单行排列，依次通过检测区域。
流式细胞仪通常以激光作为发光源。经过聚焦整形后的光束，垂直照射在样品流上，被荧光染色的细胞在激光束的照射下，产生散射光和激发荧光。这两种信号同时被前向光电二极管和90°方向的光电倍增管接收。光散射信号在前向小角度
进行检测，这种信号基本上反映了细胞体积的大小；荧光信号的接受方向与激光束垂直，经过一系列双色性反射镜和带通滤光片的分离，形成多个不同波长的荧光信号。
这些荧光信号的强度代表了所测细胞膜表面抗原的强度或其核内物质的浓度，经光电倍增管接收后可转换为电信号，再通过模/数转换器，将连续的电信号转换为可被计算机识别的数字信号。计算机把所测量到的各种信号进行计算机处理，将分析结果显示在计算机屏幕上，也可以打印出来，还可以数据文件的形式存储在硬盘上以备日后的查询或进一步分析。
检测数据的显示视测量参数的不同由多种形式可供选择。单参数数据以直方图的形式表达，其X轴为测量强度，Y轴为细胞数目。一般来说，流式细胞仪坐标轴的分辨率有512或1024通道数，这视其模数转换器的分辨率而定。对于双参数或多参数数据，既可以单独显示每个参数的直方图，也可以选择二维的三点图、等高线图、灰度图或三维立体视图。
细胞的分选是通过分离含有单细胞的液滴而实现的。在流动室的喷口上配有一个超高频电晶体，充电后振动，使喷出的液流断裂为均匀的液滴，待测定细胞就分散在这些液滴之中。将这些液滴充以正负不同的电荷，当液滴流经带有几千伏特的偏转板时，在高压电场的作用下偏转，落入各自的收集容器中，不予充电的液滴落入中间的废液容器，从而实现细胞的分离。
五、应用范围
随着对FCM研究的日益深入，其价值已经从科学研究走入了临床应用阶段，在我国临床医学领域里已有着广泛的应用。可用于白血病的分型、肿瘤细胞染色体的异倍性测定，以及免疫学研究，并已开始用于细菌鉴定，病毒感染细胞的识别和艾滋病感染者T4、T8细胞的记数。
自70年代以来，随着流式细胞技术水平的不断提高，其应用范围也日益广泛。流式细胞术已普遍应用于免疫学、血液学、肿瘤学、细胞生物学、细胞遗传学、生物化学等临床医学和基础医学研究领域。
（一）在肿瘤学中的应用
这是FCM在临床医学中应用最早的一个领域。首先需要把实体瘤组织解聚、分散制备成单细胞悬液，用荧光染料（碘化吡啶PI）染色后对细胞的DNA含量进
行分析，将不易区分的群体细胞分成三个亚群（G1期，S期和G2期），DNA含量直接代表细胞的倍体状态，非倍体细胞与肿瘤恶性程度有关。
1、发现癌前病变，协助肿瘤早期诊断：人体正常组织发生癌变要经过一个由量变到质变的漫长过程，而癌前细胞即处于量变过程中向癌细胞转化阶段。人体正常的体细胞均具有比较稳定的DNA二倍体含量。当人体发生癌变或具有恶性潜能的癌前病变时，在其发生、发展过程中可伴随细胞DNA含量的异常改变，FCM可精确定量DNA含量的改变，作为诊断癌前病变发展至癌变中的一个有价值的标志，能对癌前病变的性质及发展趋势作出估价，有助于癌变的早期诊断。有资料证实，癌前病变的癌变发生率与细胞不典型增生程度有密切关系，增生程度越重，癌变发生率越高。随着细胞不典型增生程度的加重，DNA非整倍体出现率增高，这是癌变的一个重要标志。
2、在肿瘤的诊断、预后判断和治疗中的作用：FCM在肿瘤诊断中的重要作用已经被认可，DNA非整倍体细胞峰的存在可为肿瘤诊断提供有力的依据，FCM分析病理细胞具有速度快、信息量大，敏感度高等优点，已被用在常规工作中。肿瘤细胞DNA倍体分析对病人预后的判断有重要作用，异倍体肿瘤恶性病变的复发率高、转移率高、死亡率也高，而二倍体及近二倍体肿瘤的预后则较好。
FCM不仅可对恶性肿瘤DNA含量进行分析，还可根据化疗过程中肿瘤DNA分布直方图的变化去评估疗效，了解细胞动力学变化，对肿瘤化疗具有重要的意义。临床医师可以根据细胞周期各时相的分布情况，依据化疗药物对细胞动力学的干扰理论，设计最佳的治疗方案，从DNA直方图直接地看到瘤细胞的杀伤变化，及时选用有效的药物，对瘤细胞达到最大的杀伤效果。
此外FCM近几年还被应用于细胞凋亡和多药耐药基因的研究中。医学工作者开始研究如何用药物诱导癌细胞死亡。通过对细胞体积、光散射、DNA含量及特异性抗原基因（如bcl-2， Fas等）测定分析出细胞凋亡情况。多药耐药是肿瘤病人化疗失败的主要原因，FCM对多药耐药基因（P170等）和凋亡抑制基因及凋亡活化基因表达的测定，可为临床治疗效果分析提供有力依据。
（二）在临床中的作用
FCM通过荧光抗原抗体检测技术对细胞表面抗原分析，进行细胞分类和亚群分析。这一技术对于人体细胞免疫功能的评估以及各种血液病及肿瘤的诊断和治疗有重要作用。有大量文章介绍了淋巴细胞亚群等在各种疾病中的变化。正常人群淋巴细胞T4/T8比值大约为2∶1，但在人体细胞免疫力低下时可出现比例倒置。
用FCM还可以监测肾移植后病人的肾排斥反应，如果T4/T8比例倒置，病人预后良好，较少发生肾排异现象；反之排异危险性增加。同样此种测定技术也用于艾滋病的诊断和治疗中。还有作者报告了外周血淋巴细胞免疫表型的参考值，并对其种族、性别、年龄等影响因素进行了探讨。
目前FCM用的各种单克隆抗体试剂已经发展到了百余种，可以对各种血细胞和组织细胞的表型进行测定分析。
（三）在血液病诊断和治疗中的应用
FCM通过对外周血细胞或骨髓细胞表面抗原和DNA的检测分析，对各种血液病的诊断、预后判断和治疗起着举足轻重的作用。
1、白血病的诊断和治疗：FCM采用各种抗血细胞表面分化抗原（CD）的单克隆抗体，借助于各种荧光染料（异硫氰基荧光素FITC，藻红蛋白PE等）测定一个细胞的多种参数，以正确地判断出该细胞的属性。各种血细胞系统都具有其独特的抗原，当形态学检查难以区别时，免疫表型参数对各种急性白血病的诊断和鉴别诊断有决定性作用。例如干细胞表达CD34，髓系表达CD13、CD14，B细胞系表达CD10、CD19、CD20等，T细胞系表达CD2、CD3、CD5、CD7，利用FCM可以测定出血细胞表达各种抗原的水平，协助临床确诊。
同其它肿瘤的治疗一样，测定DNA倍体和进行细胞周期分析对指导白血病化疗有一定作用，不同的白血病患者或同一患者在不同病期白血病细胞增殖状况不同，定期了解细胞增殖情况采取相应药物可以提高疗效。
目前临床除化疗药物治疗外还采用造血干细胞移植技术治疗急性白血病和一些疑难性疾病。FCM通过对人白细胞抗原（HLA）配型的测定可以为异体干细胞移植病人选择出最合适的供体。造血干细胞移植技术主要包括干细胞的鉴别、活性测定、干细胞动员和采集、分离纯化、保存扩增、肿瘤细胞的净化、干细胞回输以及术后保持移植物抗宿主病的低发生率等一系列过程。FCM测定CD34、HLA-DR、CD33等细胞表面标志物，成为干细胞移植技术重要的监测手段。用FCM检测一系列指标观察病人的恢复状态，可以对预后做出早期的判断。
2、其它种类血液病的诊断和治疗监测：阵发性睡眠性血红蛋白尿症是一种造血干细胞克隆病，细胞CD55、CD59抗原表达减低是该病的一个特点。该抗原属于血细胞表面磷脂酰肌醇锚连蛋白家族，是重要的补体调节蛋白，它通过与补体C8、C9的结合以阻止补体膜攻击复合物的形成，从而抑制细胞被补体激活溶解。
FCM采用荧光标记的单克隆抗体对血细胞CD59的表达做定量分析，可以协助临床做出诊断并判断疾病的严重程度。
3、网织红细胞的测定及临床应用：网织红细胞计数是反映骨髓造血功能的重要指标，FCM通过某些荧光染料（吖啶橙、噻唑橙等）与红细胞中RNA结合，定量测定网织红细胞中RNA，得到网织红细胞占成熟红细胞的百分比。有作者报道FCM方法比目测法结果精确度更高。此外FCM还可以测量出网织红细胞的成熟度，对红细胞增殖能力的判断很有意义。为干细胞移植术后恢复的判断、贫血的治疗监测、肿瘤病人放化疗对骨髓的抑制状况等提供了依据。
（四）在血栓与出血性疾病中的应用
1、血小板功能的测定：正常情况下血小板以分散状态在血管内运行，但当血管损伤、血流改变或受到化学物质刺激时血小板被活化而发生一系列改变。由于血小板的活化程度可由血小板膜糖蛋白表达水平的高低来判断，FCM测定血小板膜糖蛋白的表达情况成为检查血小板功能的一种新手段。该方法灵敏、特异性高。如果采用全血法测定，只需微量标本，适合于儿童及血小板减少性疾病的患者。 血小板活化时其质膜糖蛋白较其静止期发生显着改变，FCM可以通过单抗免疫荧光标记（血小板膜糖蛋白Ⅱb/Ⅲa，CD62，CD63等）监测血小板功能及活化情况，有利于血栓栓塞性疾病的诊断和治疗。
此外血小板活化时其细胞内的钙离子浓度发生很大变化，借助于钙离子敏感荧光探针的帮助，用FCM测定钙离子浓度，可以作为活化血小板监测的非免疫性指标。
2、血小板相关抗体的测定：免疫性血小板减少性紫癜病人血浆中可产生血小板自身抗体，结合在血小板表面，称为血小板相关抗体，其分子可以是IgG、IgA或IgM，用羊抗人IgG、IgA、IgM荧光抗体标记被测血小板，FCM可以测定血小板相关抗体含量。直接法检测血小板表面的相关抗体，间接法可测定血清中的相关抗体。该方法用于该病的诊断及治疗监测，具有检测速度快、灵敏度高的优点。
（五）质量控制
1、流式细胞仪的校准
流式细胞仪的校准包括流路的稳定性、光路的稳定性、多色标记荧光颜色补偿、光电倍增管转换的线性和稳定性。对仪器的校准主要是利用标准微球进行监测。聚苯乙烯可以被做成各种大小的微球，也可被荧光标记或者拥有定量免疫球蛋白的结合位点。这种制成固定荧光强度、大小和光散射性的聚苯乙烯微球，已成为流式质控中的一个常用的标准品。
2、实验操作过程的质控
（1）样本的质量控制
用于流式分析的样本种类很多，包括外周血、骨髓穿刺液、骨髓活检物、组织活检物、浆膜腔积液、脑脊液、皮肤、黏膜（内窥镜活检物）、细针穿刺物等等。样本的条件控制可能是免疫表型分析质控最困难的环节之一。每种样本都有不同的采集、保存、运输和制备要求。
首先，观测样本外观：有严重溶血、凝聚或坏死的样本应弃用。
第二，单细胞悬液的获取：外周血和骨髓穿刺液为天然单细胞悬液；活检组织常用机械分离和酶消化两种方法。不同的实验要求适用不同的方法。对于需要进行膜抗原标记的，不仅是要获得足够的单细胞悬液，还要尽量保证细胞结构的完整性和抗原性，机械法较适用。只需进行细胞周期或DNA倍体分析的，在机械法的基础上加酶消化（如胰蛋白酶、胃蛋白酶等）较适用。
第三，抗凝剂的选择：外周血标本可采用EDTA、ACD或肝素抗凝。如果用同一份血标本做白细胞计数和流式分析，则应用EDTA抗凝；对于血小板分析的实验，一般不用肝素抗凝。骨髓穿刺液常用肝素或EDTA抗凝。由于相对大量的ACD会通过改变pH而影响骨髓细胞活性问题，通常不推荐用ACD作骨髓穿刺液的抗凝剂。
第四，样本的保存：理想状态下，样本应在采集后立刻进行处理和染色。肝素抗凝的血和骨髓通常可保存至48-72小时/室温（16-25）；EDTA抗凝的外周血和骨髓可保存12-24小时/室温（16-25）；ACD抗凝的外周血可保存至72小时/室温（16-25）；对于只作胞内染色的样本，可固定细胞以长期保存。但此―固定－染色‖的方法取决于要分析的抗原特性和染色方式。
第五，去除红细胞的方法：红细胞裂解法，操作简单、快、并最可能保持原始标本的白细胞分布。最好在染色后溶血。
若在染色前溶血，需确认：
① 抗原性不被溶血过程改变；
② 溶血剂被彻底洗去，细胞和抗体结合的动力反应未受影响；
③ 所用溶血剂不含固定剂，否则会影响细胞活性及表面标记结果。密度梯度离心法，靶细胞回收较好并可能得到富集，同时去除红细胞、碎片等，但费时，某些重要细胞群体可能被选择性丢失。
第六，细胞与抗体的比例：厂家推荐的抗体用量通常是假定靶细胞数量在5X10^5 ~1x10^6范围内。有些标本没有足够的细胞，有些则由于细胞量大，正常浓度下的抗体相对过量或不足，导致假阳性或假阴性结果。因此，每个实验室应根据不同于厂家推荐的方法，调整细胞与抗体用量，得到最适的细胞/抗体比例。
第七，细胞活性的鉴定：死细胞对许多抗体均有很强的非特异性染色，这就使样本细胞活性检测变得非常重要，尤其是经过了长时间运输和储存的样本。
检测的方法通常有两种：
① 实时的流式检测：利用荧光染料碘化吡啶（PI）、7氨基放线菌素D（7-AAD）或EMA（ethidium monoacide）进行死细胞染色，而活细胞拒染这些染料。此方法的优势是细胞表面标志和活性分析可同时进行。尤其适用于高度坏死的样本。7-AAD最常用，因为在488nm激发下，其最大发射光在670nm左右，适合与FITC 或PE进行多色标记。但随着时间延长，7AAD会在固定的细胞群体重新分配，死活细胞的区分变得困难。因此，对于染色并在固定后12小时以上分析的标本，最好用EMA。EMA与死细胞DNA稳定的共价结合保证了长时间固定后仍能很好地区分固定前的死活状态。
② 手工检测：使用Trypan blue 或其他细胞活性染料。
③ 使用专门的仪器进行检测。如Vi-cell.
（2）选择和确定单抗组合
流式分析最基本的试剂就是抗体。所选抗体的好坏直接影响结果。影响抗体特性的因素很多，如F/P比值、亚型、全长或片段、种宿来源、标记荧光种类等等。
而且，有CD分类号的300多种单抗和大量没有CD分类号的单抗使抗体的选择更加困难。一般，选择抗体组合遵循以下基本原则：
① 所选的抗体组合应足够宽，可以鉴别样本中的所有细胞亚群包括正常和异常群体。
② 对表达少的抗原应尽可能选择荧光强度强的荧光素标记。
③ 了解不同抗体的细胞反应谱，以及染色模式。根据不同的实验目的选择抗体。因为相同CD编号的抗体可能识别不同的抗原决定簇。
④ 抗体的多种组合可能相互影响与抗原的结合（如通过空间构型的阻碍），所以对所用抗体组合，应先了解每个抗体在对照细胞上单色标记的表达情况。
⑤ 对于临床实验尽量选择体外诊断（IVD）试剂和分析特异性（ASR）试剂，而仅供研究用（RUO）试剂一般不能用于体外诊断实验。在我国，用于体外诊断的试剂还必须取得国内的SDA认证。这样，一个抗体组合内的抗体可能来源不同的公司，有不同的浓度、不同的亚型、不同F/P值，可能均需要自身的同型对照，而实际上，这是非常困难的。那么，尽量选择同一家公司的试剂可以减少上述的干扰。对于临床上常见的流式检测项目，所需的试剂组合基本都有参考或推荐的抗体组合。
如，T细胞亚群检测的CD45/CD4/CD8/CD3、CD45/CD56/CD19/CD3；阵发性血红蛋白尿（PNH）检测的CD55、CD59；血小板无力症（GT）检测的CD41、CD61等等。但对于白血病/淋巴瘤免疫分型，国际上迄今为止也没有统一的抗体组合。在2000年国际细胞分析学会（ISAC）大会上，临床血细胞计数协会组织了一次国际专家会议，以期对检测血液淋巴系统肿瘤所需最少、最有效的单抗数达成共识。75%与会者一致认为，对于慢性淋巴系统增殖性疾病（CLD）有9种单抗：CD5，CD19， κ，λ，CD3，CD20，CD23，CD10，CD45对初诊来说是最基本的。淋巴瘤和CLD相似，需要至少12-16种单抗。对于急性白血病（AL），75%的与会者认为大约13-15种单抗是最基本的：CD10，CD19，CD79a，CD13，CD33，CD34，CD45，CD2，MPO，CD7，CD14，CD3，HLA-DR等，对初步鉴别白血病系列是必需的。其他一些（CD16，CD56，CDw65，TdT，cyCD3）可能对某些病例有用。几乎所有的投票者都认为，要对急性白血病完善
分类所需单抗的恰当数量平均为20-24种。但这些抗体之间组合也是一大难题，目前也无统一规定。大会多数发言者（11/13）指出，对已确诊病人的监护和分期来说，仅需较少单抗。
抗体的质量控制是实验的关键环节。抗体的质量包括其特异性、灵敏度、精密度。对这一些，一些商业化的公司对常用单抗的检验均推出了一系列质控物。如BECKMAN COULTER公司的Cyto-Trol、Immuno-Trol等。
（3）染色方法
细胞表面染色：大多数免疫表型分析均采用此方法。但由于许多抗原也同时存在细胞内，所以在细胞表面抗原检测时应特别注意保持细胞膜的完整以保证检测的特异性。表面标记又分溶血前标记和溶血后标记。若红细胞对标记有影响或血浆成分对标记有影响的，适合溶血后标记，但要注意溶血剂膜抗原的影响，所以，溶血剂一般不含固定剂。如免疫球蛋白轻链检测和阵发性血红蛋白尿的检测等。
细胞内染色：有些胞内抗原的检测对白血病的免疫分型尤为重要，如TdT， MPO， cCD3， cCD79a 。胞内染色的关键是使细胞膜通透，把抗体或核酸染料导入胞内而不影响细胞骨架的完整性。还要保证固定和透膜的步骤不影响有关抗原与相应抗体的结合力和核酸与染料的结合。某些适用于胞内染色的试剂可能不适于表面标记分析。通常胞内染色不能与细胞活性的检测同时进行，除非用EMA的方法。对于胞内染色，所用的荧光素应足够小到能穿透到胞膜内。对于某些核酸染料（如DAPI、TO、AO等）为活细胞染料，无需固定或透膜。
胞膜和胞内染色：通常，先胞膜染色，固定，膜通透和胞内染色，最后是DNA染色。
3、数据的获取和分析
流式细胞仪数据的获取必须是在仪器性能的校准均合格的基础上进行。由于流式细胞仪是基于对散射光信号和荧光信号进行分析的仪器，因此，仪器散射光和荧光信号的光电倍增管电压、增益、颜色补偿等参数的设定直接影响结果。同型对照的设定尤为重要。同型对照是指与单抗种宿来源相同、亚型相同、标记荧光素相同的未免疫动物的免疫球蛋白。同时考虑浓度、F/P值尽量相同，这样阳性阈值的界定才比较准确，特别是对于弱表达抗原阳性率的测定。而DNA倍体分析中参照物的设定非常重要，一般鸡红细胞作为内参照物。为了结果的可靠性，对获取的细胞量至少应在10000-20000个。但不同的实验目的对于获取的细胞量要求一般是不一样的，如DNA倍体分析，至少应获取10000个细胞；微小残留
病灶（MRD）的检测，要求达到10-4数量级水平，则应至少分析100000个细胞干细胞移植中CD34的检测，应至少获取100个CD34阳性细胞或75000个有核细胞。
对于获取的数据，应保存在listmode文件中，便于分析。设门（gating）对于流式数据分析至关重要。设门实际就是确定分析区域。在DNA倍体分析中，设门实际就是圈定单个细胞，排除粘连细胞。对于细胞成分单一的标本（如培养细胞），设门比较简单。但对于成分复杂的标本（如骨髓）而言，准确的设门就不那么简单。前向散射光（FS）与侧向散射光（SS）设门干扰因素较多，目前，越来越多的被免疫标记物加散射光设门所取代。如，CD45/SS设门已成为白血病/淋巴瘤免疫分型、CD34检测、MRD监测最佳的设门方法；CD19/SS设门对于成熟B淋系增生性疾病分析非常适用。
在数据分析中，百分率、荧光强度、DNA指数（DI）、多少个/ul是我们报告中常用的。百分率主要适用于检验指标集中在细胞有无的数量变化。如T细胞亚群检测、网织红细胞检测等；荧光强度主要适用于检验指标的变化集中在细胞上抗原量的多少。如血小板无力症（GT）的检测、慢性淋巴细胞白血病（CLL）CD20的变化等。DI用于DNA倍体分析。而艾滋病划分中外周血CD4的绝对定量、OKT3治疗监测中CD3的绝对定量、干细胞移植中的CD34的定量等等，最终都以多少个/ul的浓度形式表示出来。对于白血病/淋巴瘤免疫分型结果的分析，以前基本上都是以百分率的形式报告临床，但单纯的百分率结果并不能完整的反映肿瘤细胞的特性。因为20%人为认定的阳性判断标准忽略了低于20%的弱阳性结果，以及忽略了阳性结果之间荧光强弱的差别，而这一切对于白血病/淋巴瘤的诊断和分型却非常重要。目前，大多主张以文字描述抗原有无和强弱的报告方式，废弃百分率的报告形式。
4、临床检验的分析过程的质量评价
质量控制也必须重视检验方法学的选择和评价。任何一次实验都一定有误差，在一定意义上可以将误差分为实验方法学的系统误差及除此之外的随机误差。质量控制的方法和手段都只能减少或消除随机误差，但不影响系统误差。要使检验结果的误差控制在临床可接受的低水平或者允许的误差范围内，必须使用总误差水平符合临床要求的检验方法（包括仪器、试剂、具体操作方法等），才能保证检验结果在质量控制下符合临床要求。临床检验质量控制的目的，是监测实验过程中出现重要的误差时，用适当的方法警告分析人员。一般说来，检查实验结果质量的方法是测定质控物，最通用做法是将质控品和病人一起进行常规检验，了解
检验质量则是将质控品测定的结果画在控制图上，观测控制结果是否超过控制限来决定失控与否。
在开始使用质控物的第一个月内，检验人员每天将质控物随机插入病人标本中进行检验项目的测定。月末对当月的测定结果（n≥20）做简单统计，求出均值x和标准差s。若检验结果的分布接近正态分布，结果的分布即可用均值和标准差来描述。这就意味着95.5%的结果在x+2s范围内，99.7%的结果在x+3s范围内。为便于观察质控结果，及时了解有何失效情况，常使用质控图。
按照正态分布规律：
① 所有测定值应均匀分布于均值两侧，不应有明显不均之感；
② 质控品测定值应有95.5%的可能性在x±2s范围之内；
③ 不应有连续6次以上的结果落于平均值的一侧；
④ 不能有连续5次以上的结果有逐渐增高或降低的趋势性变化；
⑤ 不应有连续两次结果在x±2s范围之外；
⑥ 没有一次结果在x±3s范围之外。
如果不符合上述规律，则说明结果失控。只有证实当天质控结果在控制之内，对当天的临床检验才能发出结果。一旦出现失控，则须查明原因，重新检验。对有1次检验结果超出均数2个标准差范围，提示警告。同批实验中2个质控品的结果之差值超过4s，也是失控规则之一，提示存在随机误差。连续4次质控结果同方向超出均数1个标准差范围，也是失控规则之一，提示存在系统误差。
5、室间质量评价
开展内部的质量控制使实验的受控项目达到一定的精密度。临床上往往只对实验结果是否可重复较敏感，若实验结果存在较稳定的系统误差，临床和实验室一般不易察觉，因此内部的质量控制还在于控制结果的不精密度。由专门机构定期向临床实验室分发质控品，要求各单位检测后返回测定结果，经过整理和统计，以数据和报告形式反映各实验室间及各分析方法间的差异，根据各单位测定结果与靶值的离散程度，计算出该实验室所的分数，及时反馈给参加者，便于改进工作。这就是室间质量评价的基本形式。室间质量评价主要是控制实验室工作的不准确
度，是对室内质量控制的补充。我国于2000年，由卫生部临床检验中心开始组织开展临床流式细胞术室间质评。现已开展了T细胞亚群检测和CD34绝对计数的室间质评。
六、技术特点
流式细胞仪作为一种最先进的细胞定量分析检测仪器，设计上采用了许多独特的技术，其中涉及到液流系统、光路系统、信号测量和细胞分选等4个方面。
七、实验安全
生物学操作技术最重要的就是安全问题，在操作流程中有诸多环节存在各种安全隐患，需要谨慎操作。
1、电安全问题：偏振板，激光供电等都是高电压，需要特别小心。仪器内部只能由厂家人员及相关工作人员才可操作，实验人员不得冒险操作。
2、激光安全问题：流式细胞术的激光有相应的cover保护，不得打开，否则危险。某些仪器操作时必须关上相应的门，不得直视激光，室内不得有反光物体，不得试图用任何器物阻断激光束。
3、生物学安全问题：如病毒、细菌、致癌物质等，倒废液桶时要注意，不要用手或身体其他部位直接接触有可能有危险的东西，提高警惕。
4、财产安全问题：流式细胞仪是贵重仪器，液流系统，激光系统，电脑系统都价值昂贵，操作时应保持严肃，不得嬉闹。
八、展望
流式细胞仪从细胞技术开始发展到今天，60年代至70年代是其飞速发展时期，激光技术、喷射技术以及计算机的应用使流式细胞仪在原理和结构上形成了固定的模式。
80年代则是流式细胞仪的商品化时期，这期间不断有新型号的仪器推出，在多参数检测技术上不断提高。
进入90年代，随着微电子技术特别是计算机技术的发展，计算能力不断提高，流式细胞仪的功能也越来越强大。在数据管理、数据分析方面有了长足进步。但是，在技术原理和设计方面并没有突破性的进展。人们的注意力开始转向流式细
胞仪的应用，新的荧光探针、新的荧光染料、新的染色方法不断推出，使流式细胞技术在新的细胞参数分析方面日益发展。
从新推出的仪器看，流式细胞仪会在硬件上不断更新，采用更新的器件（如半导体激光、大规模集成电路），以实现小型化；用数字电路取代模拟电路，充分发挥微处理器的功能以实现简单化；在软件上提高数据自动分析能力，充分发挥图形界面的优点，使操作更加简便。
目前，FCM是定量外周血中HPC的参考方法，广泛应用于外周血干细胞移植实验室，用于决定PBSC采集的时机及评价外周血采集液的收益。其基本原理为荧光免疫分析，即根据外周血与骨髓中HPC表达同样的CD34抗原（CD34+），并利用荧光标记CD34抗体与HPC膜表面CD34抗原结合，在特定波长的激光照射下，检测CD34+胞发出的荧光强度并结合其光学特性，即较低的侧向散射（SSC）和较高的前向散射（FSC），从而检测CD34+细胞。CD34+细胞实际上包括所有的HPC，如CFU-GM，红细胞暴发形成单位（BFU-E），巨核细胞形成单位（CFU-Mk），混合细胞集落形成单位（CFU-Mix）和原始细胞集落形成单位（CFU-Blast）。后两种HPC明显具有许多干细胞的特征，如它们可以自我更新，也可定向分化为一定数目的造血细胞系。体内试验也发现，经过致死剂量照射的狒狒移植足够数量的自体CD34+细胞，可以完全恢复其造血功能，同样的现象也可在经过骨髓、摧毁性治疗的病人中出现。有人认为，CD34+细胞在功能上可根据是否表达CD33抗原而分为2个细胞群。早期的HPC，如CFU-Blast和LTC-IC仅表达Q CD34抗原（CD34+/CD33-），而较为成熟的定向祖细胞可同时表达CD34和CD33抗原（CD34+/CD33+）。还有人根据CD38抗原表达与否，将CD34+细胞分为CD34+/CD38-和CD34+/CD38+两个亚型，并且认为LTC-IC主要分布于CD34+/CD38-亚型，而更为原始的ELTC-IC则仅分布于CD34+/CD28-细胞群，说明CD34+/CD38-亚型性质上更接近PBSC。
回顾性资料表面，移植经历了与移植物中不同分化程度的HPC有关的两个阶段。起初，与早期造血恢复有关的是移植 物中定向祖 细胞（committed progenitor cell）；继之，持续性的移植 相由多能造血干细胞产生。因此，周血中不同分化程度的HPC，对指导干细胞采集及移植成功尤为必要。目前多参数及双参数流式细胞低度均可通过CD34、CD33和CD38抗体等检测标本中不 同CD34+细胞亚型，来决定采血的时机和预测移植效果。Barnett等报道，采集液CD34+细胞数量与外周血中CD34+细胞百分率显着相关（r=0.71），并且认为准确计数循环中CD34+细胞，可更好地预测采集液中造血干/祖 细胞含量。Weaver等观察692例患者外周血祖细胞（PBPC）采集液中CD34+细胞、单个核细胞、集
落形成单位的数量与移植动力学关系，认为PBPC采集液中CD34+细胞含量是预移植后中性粒细胞和血小板数量回升最有力的指标。
虽然，FCM测定CD34+细胞是检测HPC数量的参考方法，但仍有一些技术问题有待解决：
1、单平台分析代替传统双平台分析的可行性；
2、应对单平台FCM分析实验室进行多中心的横向研究；
3、标本制备方法；
4、确定引起移植后快速和长期造血功能恢复的不同干细胞亚型及移植所需数目等。
此外，FCM法需特殊仪器，操作技术要求高，价格昂贵，结果的重复性欠佳，促使人们追求更经济、快捷、简便的方法。
流式细胞术常见问题集锦
2015-11-12
1、流式细胞仪上的FL2-W FL2-A FL2-H 分别是做什么的？
FL2-W是只检测荧光的脉冲宽度， FL2-H是指脉冲高度。通常在做细胞周期分析时应用，用于去除粘连细胞。
2、流式同型对照怎样选择？
同型对照（IsotypeControl）：使用与一抗相同种属来源、相同亚型、相同剂量和相同的免疫球蛋白及亚型的免疫球蛋白，用于消除由于抗体非特异性结合到细胞表面而产生的背景染色。如果一抗是多抗，可以用annormal serum（与一抗相同的正常血清） （must be the same species as primaryantibody）。This control is easy to achieve and can be used routinely
inimmunohistochemicalstaining.这个可以咨询试剂商。同型对照为免疫荧光标记中的阴性对照。由于荧光标记单抗的组来源不同，应选用相同来源的未标记单抗作为同型对照来调整背景染色。举个例子：比如检测一抗为单抗的mouseanti rat CD11b，clone OX-42 purified IgG，那么它的isotype 是mouse IgG2a，所以可以用purified（纯化的） mouse IgG2a来做OX-42的同型对照（Isotype Control）。一般的的生物技术公司和国内的代理都有出售。
同型对照：是指与MoAb相同的、未免疫小鼠的免疫球蛋白亚类，若使用直接免疫荧光染色法，同型对照也应标记荧光色素，如IgG1 FITC、IgG2ａ、PE等。主要考虑了细胞的自发荧光、FC受体介导的抗体结合和非特异性抗体结合等影响因素。此外，同型对照与MoAb所标记的荧光色素、浓度、F：P比值（标记的荧光色素与免疫球蛋白分子的比值）应该相同为最佳，这对准确设定阴性与阳性细胞的界标有重要意义，切忌使用与MoAb不相匹配的同型对照，最好为同一实验室、采用相同工艺或方法制备（如同一品牌）的产品。
3、流式细胞技术测定细胞内游离钙浓度为何要使用氯化钙？
在文献及其他专业网站中都有测定游离钙的方法，具体如下：
（1） 钙荧光探针负载；
（2）随机测定每管细胞悬液样品（以下简称样品）的单个细胞的荧光强度，记为F值。
（3）加入10%Triton X 100，（破膜用）；加入1 mmol/L氯化钙，（问题所在），吹打均匀，孵育1~10min，测定荧光即Fmax值。
（4）加入EGTA，20%26mu;l（钙螯合剂），孵育1~10min，激发波长488nm测定荧光，即Fmin值。
因为正常血浆中Ca2＋浓度是1mM，细胞外液的Ca2＋对细胞内Ca2＋有影响。加0.1%triton是增加膜通透性，使细胞外Ca2＋进入细胞内，作为最大值。加EGTA是为了螯合Ca2＋，作为最小值.生理环境中细胞内钙离子浓度远低于细胞外液（大约1：10000），细胞膜对钙的通透性变化对细胞内钙影响很大。
4、流式与werstern的区别？
（1）Western 是检测蛋白表达的金标准，可用于检测细胞多种类型的蛋白；流式细胞术的方法多用于检测细胞膜蛋白，虽然也可通过Triton-X100给细胞打孔的方法来检测胞内蛋白，但对于分泌蛋白却是无能为力的；（2）Western测蛋白含量对抗体的量需要很少，一般1：1000左右，而流式对抗体的需要量很大，一般1：50（很浪费抗体）；（3）采用Western方法检测细胞蛋白含量的变化一般要有内参，而流式一般要把每个样品分为两份，同时都做只加二抗（FITC标记的）的对照，这样平均到每个细胞的发光就不用内参了；（4）就个人经验而言，流式用多抗不好，单抗标出来不错。
不过流式的应用原理主要还是抗原和抗体反应和western、免疫组化没有本质差别，但是由于免疫组化和western都有酶催化底物的放大体系，因此，流式不适合检测低表达的蛋白，低表达的还是采用western（尤其是化学发光底物更佳）和免疫组化更好。当然，流式最大的一个特点就是，可以定量（百分比），如果是高表达的用流式细胞仪非常有优势。
5、FL1， FL2， FL3 的区别是什么?
是指在不同位置测得的荧光?还是不同波长的荧光?这3个参数到底测的是什么?有什么意义?
你的理解是正确的，其实FL1， FL2， FL3 是指不同的荧光通道.举个例子来说吧.我们用FITC/PE双标记的细胞，在488nm的激光激发下，这两种荧光染料分别发出波长不同的绿色和橙色荧光，然后这发出的荧光再通过滤光片分开，对应的是不同的波长的滤光片，一般在fl1那的是530nm的滤光片，在FL2那的是575nm的滤光片，这样就可以把在一起的荧光分开了。
6、用于做Western 或ELISA的一抗可否用于流式细胞术？
看你说明书上是怎么说的了，如果没有说就不可以做流式，需要另外买了。
7、MFI 和 GFI 的意义？
Geo Mean，叫做几何均数（geometricmean），常用于等级资料和对数正态分布资料，和常用的算数均数（mean）的计算方法不同。%26ldquo; %total或者%gate的结果%26rdquo;代表的是百分率，即细胞占总体细胞或者是门内细胞的百分比；用百分比作为统计指标，适用于荧光表达较强的指标。我看到你的流式图上，检测样本的荧光强度不是很强，属于弱表达的指标，若用百分率统计，就是会失去一部分弱阳性的数据。我建议可以用平均荧光强度（也就是mean值）作为统计指标，比较荧光强度的变化。
8、流式技术中的APC，pure 标记是什么意思呢?
荧光物质通常是指那些在受到一个波长激发后，处于一个能量不稳定的状态，能发射一个波长比激发波长长的光的一类物质。当然荧光并不都是受激发后发射的，如一些生物可以发射荧光，如荧火虫，发光细菌等，他们发出的光是通过体内的酶促反应而产生的，这个酶通常被称为荧光素酶.EB是一种荧光物质，它在受到紫外线照射后可以发出一可见光，常用于DNA、RNA电泳中。
APC
英文全名：allophycocyanin；中文名：别藻青蛋白；最大吸收峰：650nm，最大发射荧光峰：660nm，适用于双激光流式仪，可被600-640nm波长的激光激发。
PerCP
英文全名：peridinin chlorophyll protein，中文名：多甲藻叶绿素蛋白；最大激发波峰490nm，被488nm的氩离子激光激发后，发射光峰值约为677nm，与FITC、PE进行多色荧光染色补偿重叠较少，非特异性结合也较少。虽然较易使用，但量子产量不高，多用于检测表达较高的抗原。
9、怎样用流式细胞仪来鉴定小鼠BMDC？
检测小鼠BMDC主要是从形态学和细胞表面分子两方面来鉴定我做的时候就做了普通光镜下形态、电镜（扫描和透射），另外检测了小鼠BMDC表面的共刺激分子如CD86、CD11、CD80。还做了MHC II类分子的检测，还有MHCI类分子的检测，这些分子在DC表面都不是特异存在的，在巨噬细胞、淋巴细胞表面也有表达，所以目前并没有非常特异性的方法检测你的细胞一定就是DC，但是从形态和表面分子的检测结合来看，效果就比较好了.一般在幼稚的DC上述分子表达水平较低，DC成熟过程中，上述分子表达呈上调趋势，你可以在不同的培养时间分别检测。
10、请问流式细胞术单抗直接荧光需要几种对照？
首先确认你用的直标抗体的荧光染料是什么，再确定该抗体的来源种属，选择相应的同型对照。如：你现在想检测小鼠淋巴细胞表面的CD4抗原，荧光染料为FITC， 抗体来源为大鼠的IgG1亚型， 即Rat anti Mouse CD4-FITC （IgG1），你所需要的同型对照就应该是Rat IgG1-FITC， 一般的抗体说明上都会写清。
11、6孔板的细胞量能否做流式呀？
对于6孔板而言，每孔的表面积为10 cm2，依细胞种类不同在长满时达到的数量从5*10的5次方到5*10的6次方不等。6孔板绝对没问题的！甚至24孔板也可以正常做。不过用于调试仪器参数的正常细胞要多准备一些。
12、血液里的mononuclear cell（除外红细胞，血小板和破碎的细胞碎片），能不能用细胞大小来gating，只看我关心的细胞？
（1）红细胞还是小一些，无法100%区分，但还是可用把大部分红细胞gate掉。
（2）溶血也很重要，如果你的红细胞多的话。（我猜不少，如果用ficol的话）。可以用氯化铵溶液，如ACK（Lonzo），（3）CD45是所有白细胞都表达的，可以用来区分RBCvs. WBC13、细胞膜蛋白变化是用流氏检测好，还是要做western?
膜蛋白的提取，好像很费功夫，提取的不好，western结果也就不可信。流式需要的抗体很少，流式能够检测阳性表达细胞的比例，western能对总的表达定量，各有有缺点。
14、FCM检测表达结果到底是用百分比还是MFI？
我作出是单峰，原本我觉得用MFI表示较好。但我做的2个蛋白很奇怪，一个表达率高，但MFI值低；另一个表达率低，但MFI值高。我又作了SYBRGREEN 定量PCR，发现mRNA 的表达基本与百分比相符，而与MFI值不太一致。
个人认为如果有明显阴性细胞群和阳性细胞群，应计算百分比；无明显分群，仅荧光强度发生变化的应该用MFI。如果是整体峰移（或者叫单峰），那么根本不存在MFI之外的任何合理的指标，不管MFI跟其它指标吻合度如何，这就是客观数据、客观事实。
15、培养细胞的bcl-2及Bax蛋白的检测？
首先制成单细胞悬液，PBS洗涤后用胞内染色试剂盒（很多公司都有，其实就是固定剂加增透/打孔剂）进行处理，再进行抗体孵育标记染色，洗涤后上样。
16、流式检测胞内抗原时打孔液的配方？
打孔液有很多种，方法也有很多。与你的实验方法相关。我用过酒精固定或Triton X-100（我做的都是培养的细胞）：
（1）70%的酒精固定24小时即可，不再需要再打孔。如在PI染色测细胞周期或凋亡。
（2）Triton X-100是比较强烈的穿孔剂。0.1% Triton X-100/PBS（再加
0.1%BSA）是比较温和一点。浓度可适当提高。作用时间以几分钟为宜。这个
时间必须要自己试。时间长了细胞易破裂，短了则打孔不够。如果你要染胞浆，则时间适当短些，如果要染内质网或核内等，由于要对两层膜性结构打孔，时间当然会长一些（3）可以试试0.1% saponin（皂素）
17、标本必须在抗体染色后30分内检测吗？
SOP是这么说的：
（1）Keep samples after staining covered with aluminum foil and at 4 0C（in the refrigerator） until they are run for flow analysis. The samplesshould be
analyzed within 48 hours. Fluorescence loses its brightness ifcells are not kept properly： not at 4 0C， or are exposed to light（2）Ifcells are not fixed with paraformaldehyde， keep the samples on ice andrun them immediately after staining isaccomplished因此，如果你没有用PBS洗的话，可以用
paraformaldehyde固定，放置48小时。洗了后应该尽快检测。如果做好不能及时检测，我们一般是加入等量的2%的多聚甲醛固定，4度冰箱避光贮存。一般过夜没有问题，第二天同样PBS2ml 洗涤细胞一次，上机检测。
18、如何分选原始红细胞？
CD71（转铁蛋白受体）--幼稚细胞的标记
CD235（GPA）--红细胞的标记（小鼠有Ter119）
双阳性细胞即为幼稚红细胞，但无法区分原始及中晚幼红.
19、请问流式检测膜蛋白表达的变化用多克隆抗体出结果的机会大吗？
流式的抗体和WB的抗体是不同的（有部分可以通用），多抗一般是大的变性蛋白为抗原制备的，而WB的中被检测蛋白就是变性状态，所以很吻合，而流失中一般蛋白还是保持了天然构象，所以产生的多抗可能不太好，而需要用很小特定的决定簇为抗原制备单克隆抗体。
20、在下最近作人外周血流式，作表面及其胞内染色，试剂说明书说要先分离外周血单个核细胞再染色，我有时候分的红细胞比较多，其他的方法试过了，都改进的不好，我担心红细胞会有影响，想在分离出PBMC以后如果红细胞比较
多的话，就用红细胞裂解液裂解一下，但是我有如下问题，希望这样做过的同志指点一下，感激不禁。
（1）有人这样在分离PBMC以后再裂解的吗（我知道一般是在全血染色后再裂解红细胞）？
（2）这样会影响流式检测吗？
（3）用的裂解液配方是什么（最好是自己用过的）。
（4）用法是什么｛我是在如果PBMC分出来以后要是红细胞比较多的时候使用，这样要怎样把分出的PBMC稀释，加多少裂解液 裂解多长时间，裂解后洗涤几次等等｝。
我曾做骨髓液分离单个核细胞而后做流式，一般来说用Ficoll分过之后即便还有红细胞残留，上流式也可通过%26ldquo;设门%26rdquo;根据细胞形态大小将红细胞剔除。若红细胞残留太多，则可通过红细胞裂解液进一步去除之。我用的裂解液配方是：
碳酸氢钾（KHCO3） 1.0g
氯化氨（NH4CL） 8.3g
EDTA-Na2 0.037g 加双H2O至1000ml，为工作液。
配好后4度冰箱保存，使用时效果更好。我是在Ficoll分过之后用的，所以一般根据离心后EP管里细胞团的大小加红细胞裂解液，通常5ml骨髓液分离单个核细胞后得到的细胞再加500ul裂解液，震荡混匀置2－5分钟红细胞就基本上裂解干净了。洗涤次数看白细胞多少而定，因为洗的次数越多，损失就越多。我一般洗一到两次就OK了．做了很久没发现这样处理影响结果。有一点，我是在这样处理后才标记抗体的，楼上的说是标记过才溶红细胞，所以建议在溶的时候时间不宜过长，洗涤次数也不宜过多，以免将标记上的单抗洗脱。
21、请问下表中流式细胞仪给出的平均值是什么意思，是怎样得到的，有些文献中提到%26ldquo;fluorescence per cell%26quot;，是下面的mean值吗，还是要用mean值除以第1栏的细胞数events，才能得到fluorescence per cell ？
mean 值就是每个细胞的平均荧光强度，不用再除细胞数。这只是个相对值，如果求绝对值，应用已知荧光剂浓度值对应仪器给出的mean值，做标准曲线。以后你得到的mean值，就可以根据这条标准曲线查出真正的荧光浓度值。
22、流式中检测细胞表面和细胞内蛋白表达水平的抗体有何区别？
抗体只是针对相应抗原的，至于是针对胞内还是胞膜对你检测来说并无明显影响，你只需要查清楚到底是针对哪一个部位的抗原的，应该是可以用同一种抗体进行检测的，在流式操作时只需注意：如果是针对胞内，则需要加破膜剂，让抗体能和相应抗原接触，否则就不需要了。
23、请教各位前辈：只要是荧光抗体久可以用于共聚焦显微镜吗？
一般情况下都是可以的。但有时候强度不够，需要选择荧光强度大的染料，比如Alexa系列的。
24、流式细胞仪检测细胞周期是否需要鸡红细胞作参照？
不用，标准微球做完laser alignment（光路校正）就可以了。尽量把微球的各色CV值控制在1.5以内。
25、我现在要用间接法流式细胞术，刚买了荧光二抗，是KPL的
fluorescein-labeled affinity purified antibody to mouse IgG+IgM（H+L） produced in goat .说明说上提示要用TBS或是BSA或milk diluent/blocking solution液稀释。稀释至1：10～1：100。请问BSA是不是小牛血清，要用多少浓度的。TBS液我没有，还有可否用注射用水稀释。
BSA：牛血清白蛋白，浓度可以在一定范围内1%~5%，具体可参考其他抗体说明书。
TBS：Tris buffer saline。就是Tris的盐溶液，很常规的溶液，配方：20mM Tris-HCl（ph8.0），150mM NaCl。
你说的注射用水应该就是生理盐水吧，这对抗体来说是不利的，虽然在基础条件很差的情况下会用这个溶液，但是还不如PBS溶液。既然是做流式，按照正规程序操作抗体，得到的结果也最能反映真实情况。
26、流式细胞检测中怎样把对照和样本的检测结果放在一张图中？
分析获取数据是分开进行的，不可以混在一起上样。首先通过阴性对照调节基本电压，固定条件后进行样品检测，分别保存结果。利用流式软件的multigraph中的overlap可以将阴性对照和样品结果相应图进行叠加，这只是获取数据后对结果的组合和加工。
流式细胞术概述
2015-08-05sui-精益瑞达
流式细胞术概述
流式细胞术(Flow Cytometry)是七十年代发展起来的高科学技术,•它集计算机技术、激光技术、流体力学、细胞化学、细胞免疫学于一体,是一种对处在液流中的细胞或其他生物微粒，以及人工合成微球逐个进行多种物理或生物学特征快速定量分析和分选的技术。它不仅可测量细胞大小、内部颗粒的性状,还可检测细胞表面和细胞浆抗原、细胞内DNA、RNA含量等,可对群体细胞在单细胞水平上进行分析,在短时间内检测分析大量细胞,并收集、储存和处理数据,进行多参数定量分析;能够分类收集(分选)某一亚群细胞,分选纯度＞95%。
对比起其他技术方法，流式细胞术拥有其明显的特点和优势，因而在血液学、免疫学、肿瘤学、药物学、分子生物学等学科广泛应用。
（1） 快速地細胞分析
（2） 以单一细胞为基础
（3） 定量性荧光分析
（4） 相关性多参数分析
（5） 无需细胞分离步骤
（6） 可分选有关细胞，进行培养或再分析
流式细胞术发展简史
1934年，Moldavan1首次提出了使悬浮的单个血红细胞等流过玻璃毛细管，在亮视野下用显微镜进行计数，并用光电记录装置计测的设想，在此之前，人们还习惯于测量静止的细胞，因为要使单个细胞顺次流过狭
窄管道容易造成较大的细胞和细胞团块的淤阻。1953年Crosland–Taylor根据雷诺对牛顿流体在圆形管中流动规律的研究认识到：管中轴线流过的鞘液流速越快，载物通过的能力越强，并具有较强的流体动力聚集作用。于是设计了一个流动室，使待分析的细胞悬浮液都集聚在圆管轴线附近流过，外层包围着鞘液；细胞悬浮液和鞘液都在作层液。这就奠定了现代流式细胞术中的液流技术基础。
1956年，Coulter在多年研究的基础上利用Coulter效应生产了Coulter 计数器。其基本原理是：使细胞通过一个小孔，只在细胞与悬浮的介质之间存在着导电性上的差异，便会影响小孔道的电阻特性，从而形成电脉冲信号，测量电脉冲的强度和个数则可获得有关细胞大小和数目方面的信息。1967年Holm等设计了通过汞弧光灯激发荧光染色的细胞，再由光电检测设备计数的装置。1973年Steinkamp设计了一种利用激光激发双色荧光色素标记的细胞，既能分析计数，又能进行细胞分选的装置。这样就基本完成了现代FCM计数技术的主要历程。
现代的FCM数据采集和分析技术是从组织化学发源的，其开拓者是Kamentsky。1965年，Kamentsky在组织化学的基础上提出了两个新设想：（1）细胞的组分是可以用光光度学来定量测定的，即分光光度术可以定量地获得有关细胞组织化学的重要信息。（2）细胞的不同组分可以同时进行多参数测量，从而可以对细胞进行分类。换句话说，对同一细胞可以同时获得有关不同组分的多方面信息，用作鉴别细胞的依据。Kamentsky不仅思路敏捷，而且能身体力行。他是第一个把计算机接口接到仪器上并记录分析了多参数数据的人，也是第一个采用了二维直方图来显示和分析多参数的人。
流式细胞术在细胞化学中的应用的先驱者是Van Dilla和美国的Los Alamos小组。他们在1967年研制出流液束、照明光轴、检测系统光轴三者相互正交的流式细胞计的基础上，首次用荧光Feulgen反应对DNA染色显示出DNA的活性与荧光之间存在着线性关系，并在DNA的直方图上清楚地显示出细胞周期的各个时相。Gohde 和Dittrich接着把这项技术推向实用，他们用流式细胞术测定细胞周期借以研究细胞药代动力学问题。FCM用于免疫组织化学中的关键是对细胞进行免疫荧光染色，其它和在细胞化学的应用并没有多大差异。
近20年来，国内外在FCM上都做了不少的研究和应用工作，也取得了不少成果。特别是随着仪器和方法和日臻完善，人们越来越致力于样品制备、细胞标记、软件开发等方面的工作以扩大FCM的应用领域和使用效果。FCM在免疫组织化学中的应用也大致差不多，并注重了在临床应用的推广
流式细胞仪
1. 流式细胞仪概述
流式细胞仪（Flow Cytometer，FCM）是流式细胞术的主要设备。它是通过测量细胞及其他生物颗粒的散射光和标记荧光强度，来快速分析颗粒的物理或化学性质，并可以对细胞进行分类收集的高精密仪器。流式细胞仪可以高速分析上万个细胞，并能同时从一个细胞中测得多个细胞特征参数，进行定性或定量分析，具有速度快、精度高、准确性好等特点。
BD公司临床型流式细胞仪FACSCalibur
国内使用的流式细胞仪主要由美国的两个厂家Beckman-Coulte公司(产品如EPICS ALTRA和EPICS XL/XL-MCL)和Becto n-Dickinson公司（产品如FACS Vantage、FACS Calibur 和FACS Canto等）生产。流式细胞仪主要有两三类:（1）临床型（又称小型机、台式机），其特点是仪器的光路调节系统固定，
自动化程度高，操作简便，易学易掌握。（2）综合型（又称大型机、分析型），其特点是分辨率高，可快速将所感兴趣的细胞分选出来，并可以将单个细胞或指定个数的细胞分选到特定的培养孔或培养板上，同时可选配多种波长和类型的激光器，适用于更灵活的科学研究。（3）新型流式细胞仪，随着激光技术的不断发展，仪器选用多根激光管，多时可同时检测十几个荧光参数。还可以实现高速分选，速度达到50000个/每秒。通过激光技术与显微拍摄技术的结合，产生了更新的图象流式细胞技术和仪器（如Amnis公司的ImageStream System），可以得到更多的参数和实验效果，极大地满足了科学研究的需要。
流式细胞仪主要技术指标：
（1）流式细胞仪的分析速度：一般流式细胞仪每秒检测1000～5000个细胞,大型机可达每秒上万个细胞。
（2）流式细胞仪的荧光检测灵敏度：一般能测出单个细胞上
（3）前向角散射（FSC）光检测灵敏度：前向角散射（FSC）反映被测细胞的大小,一般流式细胞仪能够测量到0.2μm～０.5μm。
（4）流式细胞仪的分辨率：通常用变异系数CV值来表示，,一般流式细胞仪能够达到
（5）流式细胞仪的分选速度：一般流式细胞仪分选速度＞1000个/秒，分选细胞纯度可达99%以上。
2. 流式细胞仪主要构造和工作原理
流动室及液流驱动系统
流式细胞仪主要由以下五部分构成:①流动室及液流驱动系统；②激光光源及光束形成系统；③光学系统；④信号检测与存储、显示、分析系统；⑤细胞分选系统。
流动室（Flow Cell或Flow Chamber）是流式细胞仪的核心部件，流动室由石英玻璃制成，单细胞悬液在细胞流动室里被鞘流液包绕通过流动室内的一定孔径的孔,检测区在该孔的中心，细胞在此与激光垂直相交，在鞘流液约束下细胞成单行排列依次通过激光检测区。流动室里的鞘液流是一种稳定流动，控制鞘液流的装置是在流体力学理论的指导下由一系列压力系统、压力感受器组成，只要调整好鞘液压力和标本管压力,鞘液流包绕样品流并使样品流保持在液流的轴线方向，能够保证每个细胞通过激光照射区的时间相等，从而使激光激发的荧光信息准确无误。
流式细胞仪可配备一根或多根激光管，常用的激光管是氩离子气体激光管，它的发射光波长488nm,此外可配备氦氖离子气体激光管（波长633nm）和/或紫外激光管。
流式细胞仪的主要测定信号荧光是由激发光激发的，荧光信号的强弱与激发光的强度和照射时间相关，激光是一种相干光源,它能提供单波长、高强度、高稳定性的光照，正是能达到这一要求的理想的激发光光源。 在激光光源和流动室之间有两个圆柱形透镜，将激光光源发出的横截面为圆形的激光光束聚焦成横截面较小的椭圆形激光光束(22μm×66μm)，在这种椭圆形激光光斑内激光能量成正态分布，使通过激光检测区的细胞受照强度一致。
光学系统和信号检测系统
流式细胞仪的光学系统由若干组透镜、小孔、滤光片组成，大致可分为流动室前和流动室后两组。流动室前的光学系统由透镜和小孔组成，透镜和小孔（一般为2片透镜、1个小孔）的主要作用是将激光光源发出的横截面为圆形的激光光束聚焦成横截面较小的椭圆形激光光束，使激光能量成正态分布，使通过激光
信号存储、显示、分析系统
（一）信号存储
存储在流式细胞仪的计算机硬盘或软盘内的数据一般是以List mode(列表排队)方式存入的,采用List mode方式有两大优点:①节约内存和磁盘空间 ②易于加工处理分析。
（二）信号显示和分析
由于List mode方式数据缺乏直观性，数据的显示和分析一般采用一维直方图(图5)、二维点阵图(图6)、等高线图(图7)和密度图(图8)。
1．单参数数据显示和分析：细胞的每一个单参数测量数据用直方图来显示，图中横坐标表示散射光或荧光信号相对强度值，其单位是道数，可以是线性的，也可以是对数的；纵坐标表示细胞数。见图5一维直方图，图中横坐标是PE荧光信号相对强度值（对数），纵坐标表示细胞数;根据实验者设定的―门‖（直线门），仪器的计算机就会给出测定值（包括阳性细胞%和平均荧光强度）。
2. 双参数数据显示和分析：细胞的双参数测量数据和细胞数量的关系用一维直方图、二维点阵图、等高线图和密度图显示和分析。如图4的二维点阵图，是正常人外周血白细胞的前向散射光（FS）和侧向散射光（SS）组成的点阵图，横坐标和纵坐标均是线性的，图中淋巴细胞、单核细胞、粒细胞很明显地分为3群，可以很容易地圈―门‖（Bitmap，无定型门），分析各亚群细胞的数据。图6二维点阵图是细胞的两种荧光（PE-Cy5和Alexa405-A）双参数数据显示，横坐标代表PE-Cy5，纵坐标代表Alexa405-A，图中已设定适当的―门（十字门）‖，十字门的D1、D2、D3、D4门分别代表Alexa405-A单阳性细胞、PE-Cy5和Alexa405-A双阳性细胞、阴性细胞、PE-Cy5单阳性细胞。仪器的计算机就会给出两种荧光测定值（包括阴性细胞%、两种荧光各自的阳性细胞%、两种荧光的双阳性细胞%、各群细胞的平均荧光强度）。图7和图8分别是测定细胞的两种荧光双参数数据的密度图和等高线图，横坐标和纵坐标分别代表一种荧光参数，同理只要设定十字门就可得到两种荧光的各种测定值，密度图和等高线图较点阵图更直观。
3．三参数数据显示和分析：细胞的三参数测量数据和细胞数量的关系每两个数据组成一对（三参数测量数据和细胞数量每两个数据可组成6对数据）用一维直方图、二维点阵图、等高线图和密度图显示和分析。三个荧光数据关系用分光图（prism）表示，分光图可直接给出8个数据（如用ABC代表3种荧光，可有A+B+C+、A+B+C-、A+B-C-、A-B+C+、A-B+C-、A-B-C+、A+B-C+、A-B-C-）。
细胞分选系统
如在细胞流动室上装有超声压电晶体,通电后超声压电晶体发生高频震动，可带动细胞流动室高频震动,•使细胞流动室喷咀流出的液流束断成一连串均匀的液滴,每秒钟形成液滴上万个。每个液滴中包含着一个样品细胞,•液滴中的细胞在形成液滴前已被测量,如符合预定要求则可被充电,在通过偏转板的高压静电场时向左或向右偏转被收集在指定容器中,•不含细胞液滴或细胞不符合预定要求液滴不被充电亦不发生偏转进入中间废液收集器中,从而实现了分选。•分选的详细原理和操作请有兴趣者参考有关文献。
流式细胞术的发展动态
2015-11-18
一、流式细胞术与显微技术结合
流式细胞术最初的设计灵感来自于荧光显微镜技术，经过40多年的发展，它一直在数字化的方向上不断进步、日臻完善。当人们发现它已经无需改进的时候，又回到了最初的问题：流式细胞术如何精确地反映每一个细胞特异的生命活动，如细胞间相互作用、细胞内吞、自噬、共定位、细胞形变等现象？如何发现极具价值的小概率事件，例如B细胞有丝分裂各个时期中的抗原极化现象等？这些问题无疑对现有的流式细胞仪提出了挑战。为解决这些问题，发展了流式细胞术与显微技术结合的新技术——成像流式细胞术（imaging flow cytometry, IFC）。 IFC汲取了流式细胞术的多参数、高通量和快速处理数据的能力，以及荧光显微镜能够精确描绘细胞形态、结构等形象化信息这两种技术的精华，极大地提高了流式细胞术的准确性，避免了以往单纯靠数字化图像分析引起的误判，又能准确定量，是流式细胞术发展史上的又一个里程碑。IFC的出现极大地扩展了流式细胞术的应用范围，是流式细胞术一个重要的发展方向，既扩大了研究的广度、又延展了研究的深度，必将开创一个生物技术的新时代。
二、流式细胞术与质谱技术结合
质谱流式术（mass cytometry）是流式细胞术发展的又一个方向。传统的流式细胞仪一般能够同时检测6~10种不同颜色的荧光，11~15色也是可能的。据报道，最新的流式细胞仪最多安装了7个激光，能够检测22色。当然，在大多数情况下这22色不同时使用，因为存在着荧光的校正补偿问题，误差提高了，检测结果不准确。
以流式细胞术为核心，用质谱代替荧光素，检测参数达到了100多种，极大地扩展了流式细胞术原有的极限。质谱细胞术使用抗体共轭螯合金属离子标签代替传统的荧光素，两种染色方法显示了一致性。质谱染色虽然没有荧光染色的检测灵敏度高，但是质谱不需要荧光补偿，没有背景噪声，这是质谱的优势。因此，质谱细胞术检测灵敏度和准确性毋庸置疑。
最近利用质谱细胞仪检测健康人骨髓细胞，同时测定了34个参数。不但能正确归类十多种不同类型的免疫细胞，还能观察到各类免疫细胞的内部变化、功能信号状态、细胞信号反应等。质谱细胞术特别适合于研究生物体的复杂系统内部的关系，可详细描述系统中每一个细胞的表型、功能以及它们之间的联系，延伸了流式细胞术的多元分析能力，而采用质谱做检测工具，使检测参数在数量上有了质的飞跃。
源自——杜丽颖、冯仁青，《流式细胞术》（第二版），北京大学出版社，2014
【科普】流式细胞术
2016-02-02
来源：百度百科
流式细胞术（Flow Cytometry， FCM）是一种在功能水平上对单细胞或其他生物粒子进行定量分析和分选的检测手段，它可以高速分析上万个细胞，并能同时从一个细胞中测得多个参数，与传统的荧光镜检查相比，具有速度快、精度高、准确性好等优点，成为当代最先进的细胞定量分析技术。
一、简介
一种在液流系统中，快速测定单个细胞或细胞器的生物学性质，并把特定的细胞或细胞器从群体中加以分类收集的技术。其特点是通过快速测定库尔特电阻、荧光、光散射和光吸收来定量测定细胞 DNA含量、细胞体积、蛋白质含量、酶活性、细胞膜受体和表面抗原等许多重要参数。根据这些参数将不同性质的细胞分开，以获得供生物学和医学研究用的纯细胞群体。目前最高分选速度已达到每秒钟3万个细胞。
概要来说，流式细胞术主要包括了样品的液流技术、细胞的分选和计数技术，以及数据的采集和分析技术等。FCM目前发展的水平凝聚了半个世纪以来人们在这方面的心血和成果。
二、背景历史
1934年，Moldavanl首次提出了使悬浮的单个血红细胞等流过玻璃毛细管，在亮视野下用显微镜进行计数，并用光电记录装置计测的设想。1953年
Crosland-Taylor根据雷诺对牛顿流体在圆形管中流动规律的研究认识到：管中轴线流过的鞘液流速越快，载物通过的能力越强，并具有较强的流体动力聚集作用。于是设计了一个流动室，使待分析的细胞悬浮液都集聚在圆管轴线附近流过，外层包围着鞘液；细胞悬浮液和鞘液都在作液层。这就奠定了现代流式细胞术中的液流技术基础。
1956年，Coulter在多年研究的基础上利用Coulter效应生产了Coulter计数器。其基本原理是：使细胞通过一个小孔，只在细胞与悬浮的介质之间存在着导电性上的差异，便会影响小孔道的电阻特性，从而形成电脉冲信号，测量电脉冲的强度和个数则可获得有关细胞大小和数目方面的信息。1967年Holm等设计了通过汞弧光灯激发荧光染色的细胞，再由光电检测设备计数的装置。1973年
Steinkamp设计了一种利用激光激发双色荧光色素标记的细胞，既能分析计数，又能进行细胞分选的装置。这样就基本完成了现代FCM计数计数的主要历程。
现代FCM数据采集和分析技术是从组织化学发源的，其开拓者是Kamentsky。1965年，Kamentsky在组织化学的基础上提出了两个新设想：
1、细胞的组分是可以用光度学来定量测定的，即分光光度术可以定量地获得有关细胞组织化学的重要信息；
2、细胞的不同组分可以同时进行多参数测量，从而可以对细胞进行分类。换句话说，对同一细胞可以同时获得有关不同组分的多方面信息，用作鉴别细胞的依据。
流式细胞术在细胞化学中的应用的先驱者是Van Dilla和美国的Los Alamos小组。他们在1967年研制出流液束、照明光轴、检测系统光轴三者相互正交的流式细胞计的基础上，首次用荧光反应对DNA染色显示出DNA的活性与荧光之剑存在着线性关系，并在DNA的直方图上清楚地显示出细胞周期的各个时相。Glhde和Dittrich接着把这项技术推向实用，他们用流式细胞术测定细胞周期借以研究细胞药代动力学问题。FCM用于免疫组织化学中的关键是对细胞进行免疫荧光染色。
三、特点
1、测量速度快；
2、可进行多参数测量；
3、是一门综合性的高科技方法（ FCM综合了光学，电子学，流体力学，细胞化学，免疫学，激光和计算机等多门学科和技术）；
4、既是细胞分析技术，又是精确的分选技术。
四、工作原理
将待测细胞染色后制成单细胞悬液。用一定压力将待测样品压入流动室，不含细胞的磷酸缓冲液在高压下从鞘液管喷出，鞘液管入口方向与待测样品流成一定角度，这样，鞘液就能够包绕着样品高速流动，组成一个圆形的流束，待测细胞在鞘液的包被下单行排列，依次通过检测区域。
流式细胞仪通常以激光作为发光源。经过聚焦整形后的光束，垂直照射在样品流上，被荧光染色的细胞在激光束的照射下，产生散射光和激发荧光。这两种信号同时被前向光电二极管和90°方向的光电倍增管接收。光散射信号在前向小角度
进行检测，这种信号基本上反映了细胞体积的大小；荧光信号的接受方向与激光束垂直，经过一系列双色性反射镜和带通滤光片的分离，形成多个不同波长的荧光信号。
这些荧光信号的强度代表了所测细胞膜表面抗原的强度或其核内物质的浓度，经光电倍增管接收后可转换为电信号，再通过模/数转换器，将连续的电信号转换为可被计算机识别的数字信号。计算机把所测量到的各种信号进行计算机处理，将分析结果显示在计算机屏幕上，也可以打印出来，还可以数据文件的形式存储在硬盘上以备日后的查询或进一步分析。
检测数据的显示视测量参数的不同由多种形式可供选择。单参数数据以直方图的形式表达，其X轴为测量强度，Y轴为细胞数目。一般来说，流式细胞仪坐标轴的分辨率有512或1024通道数，这视其模数转换器的分辨率而定。对于双参数或多参数数据，既可以单独显示每个参数的直方图，也可以选择二维的三点图、等高线图、灰度图或三维立体视图。
细胞的分选是通过分离含有单细胞的液滴而实现的。在流动室的喷口上配有一个超高频电晶体，充电后振动，使喷出的液流断裂为均匀的液滴，待测定细胞就分散在这些液滴之中。将这些液滴充以正负不同的电荷，当液滴流经带有几千伏特的偏转板时，在高压电场的作用下偏转，落入各自的收集容器中，不予充电的液滴落入中间的废液容器，从而实现细胞的分离。
五、应用范围
随着对FCM研究的日益深入，其价值已经从科学研究走入了临床应用阶段，在我国临床医学领域里已有着广泛的应用。可用于白血病的分型、肿瘤细胞染色体的异倍性测定，以及免疫学研究，并已开始用于细菌鉴定，病毒感染细胞的识别和艾滋病感染者T4、T8细胞的记数。
自70年代以来，随着流式细胞技术水平的不断提高，其应用范围也日益广泛。流式细胞术已普遍应用于免疫学、血液学、肿瘤学、细胞生物学、细胞遗传学、生物化学等临床医学和基础医学研究领域。
（一）在肿瘤学中的应用
这是FCM在临床医学中应用最早的一个领域。首先需要把实体瘤组织解聚、分散制备成单细胞悬液，用荧光染料（碘化吡啶PI）染色后对细胞的DNA含量进
行分析，将不易区分的群体细胞分成三个亚群（G1期，S期和G2期），DNA含量直接代表细胞的倍体状态，非倍体细胞与肿瘤恶性程度有关。
1、发现癌前病变，协助肿瘤早期诊断：人体正常组织发生癌变要经过一个由量变到质变的漫长过程，而癌前细胞即处于量变过程中向癌细胞转化阶段。人体正常的体细胞均具有比较稳定的DNA二倍体含量。当人体发生癌变或具有恶性潜能的癌前病变时，在其发生、发展过程中可伴随细胞DNA含量的异常改变，FCM可精确定量DNA含量的改变，作为诊断癌前病变发展至癌变中的一个有价值的标志，能对癌前病变的性质及发展趋势作出估价，有助于癌变的早期诊断。有资料证实，癌前病变的癌变发生率与细胞不典型增生程度有密切关系，增生程度越重，癌变发生率越高。随着细胞不典型增生程度的加重，DNA非整倍体出现率增高，这是癌变的一个重要标志。
2、在肿瘤的诊断、预后判断和治疗中的作用：FCM在肿瘤诊断中的重要作用已经被认可，DNA非整倍体细胞峰的存在可为肿瘤诊断提供有力的依据，FCM分析病理细胞具有速度快、信息量大，敏感度高等优点，已被用在常规工作中。肿瘤细胞DNA倍体分析对病人预后的判断有重要作用，异倍体肿瘤恶性病变的复发率高、转移率高、死亡率也高，而二倍体及近二倍体肿瘤的预后则较好。
FCM不仅可对恶性肿瘤DNA含量进行分析，还可根据化疗过程中肿瘤DNA分布直方图的变化去评估疗效，了解细胞动力学变化，对肿瘤化疗具有重要的意义。临床医师可以根据细胞周期各时相的分布情况，依据化疗药物对细胞动力学的干扰理论，设计最佳的治疗方案，从DNA直方图直接地看到瘤细胞的杀伤变化，及时选用有效的药物，对瘤细胞达到最大的杀伤效果。
此外FCM近几年还被应用于细胞凋亡和多药耐药基因的研究中。医学工作者开始研究如何用药物诱导癌细胞死亡。通过对细胞体积、光散射、DNA含量及特异性抗原基因（如bcl-2， Fas等）测定分析出细胞凋亡情况。多药耐药是肿瘤病人化疗失败的主要原因，FCM对多药耐药基因（P170等）和凋亡抑制基因及凋亡活化基因表达的测定，可为临床治疗效果分析提供有力依据。
（二）在临床中的作用
FCM通过荧光抗原抗体检测技术对细胞表面抗原分析，进行细胞分类和亚群分析。这一技术对于人体细胞免疫功能的评估以及各种血液病及肿瘤的诊断和治疗有重要作用。有大量文章介绍了淋巴细胞亚群等在各种疾病中的变化。正常人群淋巴细胞T4/T8比值大约为2∶1，但在人体细胞免疫力低下时可出现比例倒置。
用FCM还可以监测肾移植后病人的肾排斥反应，如果T4/T8比例倒置，病人预后良好，较少发生肾排异现象；反之排异危险性增加。同样此种测定技术也用于艾滋病的诊断和治疗中。还有作者报告了外周血淋巴细胞免疫表型的参考值，并对其种族、性别、年龄等影响因素进行了探讨。
目前FCM用的各种单克隆抗体试剂已经发展到了百余种，可以对各种血细胞和组织细胞的表型进行测定分析。
（三）在血液病诊断和治疗中的应用
FCM通过对外周血细胞或骨髓细胞表面抗原和DNA的检测分析，对各种血液病的诊断、预后判断和治疗起着举足轻重的作用。
1、白血病的诊断和治疗：FCM采用各种抗血细胞表面分化抗原（CD）的单克隆抗体，借助于各种荧光染料（异硫氰基荧光素FITC，藻红蛋白PE等）测定一个细胞的多种参数，以正确地判断出该细胞的属性。各种血细胞系统都具有其独特的抗原，当形态学检查难以区别时，免疫表型参数对各种急性白血病的诊断和鉴别诊断有决定性作用。例如干细胞表达CD34，髓系表达CD13、CD14，B细胞系表达CD10、CD19、CD20等，T细胞系表达CD2、CD3、CD5、CD7，利用FCM可以测定出血细胞表达各种抗原的水平，协助临床确诊。
同其它肿瘤的治疗一样，测定DNA倍体和进行细胞周期分析对指导白血病化疗有一定作用，不同的白血病患者或同一患者在不同病期白血病细胞增殖状况不同，定期了解细胞增殖情况采取相应药物可以提高疗效。
目前临床除化疗药物治疗外还采用造血干细胞移植技术治疗急性白血病和一些疑难性疾病。FCM通过对人白细胞抗原（HLA）配型的测定可以为异体干细胞移植病人选择出最合适的供体。造血干细胞移植技术主要包括干细胞的鉴别、活性测定、干细胞动员和采集、分离纯化、保存扩增、肿瘤细胞的净化、干细胞回输以及术后保持移植物抗宿主病的低发生率等一系列过程。FCM测定CD34、HLA-DR、CD33等细胞表面标志物，成为干细胞移植技术重要的监测手段。用FCM检测一系列指标观察病人的恢复状态，可以对预后做出早期的判断。
2、其它种类血液病的诊断和治疗监测：阵发性睡眠性血红蛋白尿症是一种造血干细胞克隆病，细胞CD55、CD59抗原表达减低是该病的一个特点。该抗原属于血细胞表面磷脂酰肌醇锚连蛋白家族，是重要的补体调节蛋白，它通过与补体C8、C9的结合以阻止补体膜攻击复合物的形成，从而抑制细胞被补体激活溶解。
FCM采用荧光标记的单克隆抗体对血细胞CD59的表达做定量分析，可以协助临床做出诊断并判断疾病的严重程度。
3、网织红细胞的测定及临床应用：网织红细胞计数是反映骨髓造血功能的重要指标，FCM通过某些荧光染料（吖啶橙、噻唑橙等）与红细胞中RNA结合，定量测定网织红细胞中RNA，得到网织红细胞占成熟红细胞的百分比。有作者报道FCM方法比目测法结果精确度更高。此外FCM还可以测量出网织红细胞的成熟度，对红细胞增殖能力的判断很有意义。为干细胞移植术后恢复的判断、贫血的治疗监测、肿瘤病人放化疗对骨髓的抑制状况等提供了依据。
（四）在血栓与出血性疾病中的应用
1、血小板功能的测定：正常情况下血小板以分散状态在血管内运行，但当血管损伤、血流改变或受到化学物质刺激时血小板被活化而发生一系列改变。由于血小板的活化程度可由血小板膜糖蛋白表达水平的高低来判断，FCM测定血小板膜糖蛋白的表达情况成为检查血小板功能的一种新手段。该方法灵敏、特异性高。如果采用全血法测定，只需微量标本，适合于儿童及血小板减少性疾病的患者。 血小板活化时其质膜糖蛋白较其静止期发生显着改变，FCM可以通过单抗免疫荧光标记（血小板膜糖蛋白Ⅱb/Ⅲa，CD62，CD63等）监测血小板功能及活化情况，有利于血栓栓塞性疾病的诊断和治疗。
此外血小板活化时其细胞内的钙离子浓度发生很大变化，借助于钙离子敏感荧光探针的帮助，用FCM测定钙离子浓度，可以作为活化血小板监测的非免疫性指标。
2、血小板相关抗体的测定：免疫性血小板减少性紫癜病人血浆中可产生血小板自身抗体，结合在血小板表面，称为血小板相关抗体，其分子可以是IgG、IgA或IgM，用羊抗人IgG、IgA、IgM荧光抗体标记被测血小板，FCM可以测定血小板相关抗体含量。直接法检测血小板表面的相关抗体，间接法可测定血清中的相关抗体。该方法用于该病的诊断及治疗监测，具有检测速度快、灵敏度高的优点。
（五）质量控制
1、流式细胞仪的校准
流式细胞仪的校准包括流路的稳定性、光路的稳定性、多色标记荧光颜色补偿、光电倍增管转换的线性和稳定性。对仪器的校准主要是利用标准微球进行监测。聚苯乙烯可以被做成各种大小的微球，也可被荧光标记或者拥有定量免疫球蛋白的结合位点。这种制成固定荧光强度、大小和光散射性的聚苯乙烯微球，已成为流式质控中的一个常用的标准品。
2、实验操作过程的质控
（1）样本的质量控制
用于流式分析的样本种类很多，包括外周血、骨髓穿刺液、骨髓活检物、组织活检物、浆膜腔积液、脑脊液、皮肤、黏膜（内窥镜活检物）、细针穿刺物等等。样本的条件控制可能是免疫表型分析质控最困难的环节之一。每种样本都有不同的采集、保存、运输和制备要求。
首先，观测样本外观：有严重溶血、凝聚或坏死的样本应弃用。
第二，单细胞悬液的获取：外周血和骨髓穿刺液为天然单细胞悬液；活检组织常用机械分离和酶消化两种方法。不同的实验要求适用不同的方法。对于需要进行膜抗原标记的，不仅是要获得足够的单细胞悬液，还要尽量保证细胞结构的完整性和抗原性，机械法较适用。只需进行细胞周期或DNA倍体分析的，在机械法的基础上加酶消化（如胰蛋白酶、胃蛋白酶等）较适用。
第三，抗凝剂的选择：外周血标本可采用EDTA、ACD或肝素抗凝。如果用同一份血标本做白细胞计数和流式分析，则应用EDTA抗凝；对于血小板分析的实验，一般不用肝素抗凝。骨髓穿刺液常用肝素或EDTA抗凝。由于相对大量的ACD会通过改变pH而影响骨髓细胞活性问题，通常不推荐用ACD作骨髓穿刺液的抗凝剂。
第四，样本的保存：理想状态下，样本应在采集后立刻进行处理和染色。肝素抗凝的血和骨髓通常可保存至48-72小时/室温（16-25）；EDTA抗凝的外周血和骨髓可保存12-24小时/室温（16-25）；ACD抗凝的外周血可保存至72小时/室温（16-25）；对于只作胞内染色的样本，可固定细胞以长期保存。但此―固定－染色‖的方法取决于要分析的抗原特性和染色方式。
第五，去除红细胞的方法：红细胞裂解法，操作简单、快、并最可能保持原始标本的白细胞分布。最好在染色后溶血。
若在染色前溶血，需确认：
① 抗原性不被溶血过程改变；
② 溶血剂被彻底洗去，细胞和抗体结合的动力反应未受影响；
③ 所用溶血剂不含固定剂，否则会影响细胞活性及表面标记结果。密度梯度离心法，靶细胞回收较好并可能得到富集，同时去除红细胞、碎片等，但费时，某些重要细胞群体可能被选择性丢失。
第六，细胞与抗体的比例：厂家推荐的抗体用量通常是假定靶细胞数量在5X10^5 ~1x10^6范围内。有些标本没有足够的细胞，有些则由于细胞量大，正常浓度下的抗体相对过量或不足，导致假阳性或假阴性结果。因此，每个实验室应根据不同于厂家推荐的方法，调整细胞与抗体用量，得到最适的细胞/抗体比例。
第七，细胞活性的鉴定：死细胞对许多抗体均有很强的非特异性染色，这就使样本细胞活性检测变得非常重要，尤其是经过了长时间运输和储存的样本。
检测的方法通常有两种：
① 实时的流式检测：利用荧光染料碘化吡啶（PI）、7氨基放线菌素D（7-AAD）或EMA（ethidium monoacide）进行死细胞染色，而活细胞拒染这些染料。此方法的优势是细胞表面标志和活性分析可同时进行。尤其适用于高度坏死的样本。7-AAD最常用，因为在488nm激发下，其最大发射光在670nm左右，适合与FITC 或PE进行多色标记。但随着时间延长，7AAD会在固定的细胞群体重新分配，死活细胞的区分变得困难。因此，对于染色并在固定后12小时以上分析的标本，最好用EMA。EMA与死细胞DNA稳定的共价结合保证了长时间固定后仍能很好地区分固定前的死活状态。
② 手工检测：使用Trypan blue 或其他细胞活性染料。
③ 使用专门的仪器进行检测。如Vi-cell.
（2）选择和确定单抗组合
流式分析最基本的试剂就是抗体。所选抗体的好坏直接影响结果。影响抗体特性的因素很多，如F/P比值、亚型、全长或片段、种宿来源、标记荧光种类等等。
而且，有CD分类号的300多种单抗和大量没有CD分类号的单抗使抗体的选择更加困难。一般，选择抗体组合遵循以下基本原则：
① 所选的抗体组合应足够宽，可以鉴别样本中的所有细胞亚群包括正常和异常群体。
② 对表达少的抗原应尽可能选择荧光强度强的荧光素标记。
③ 了解不同抗体的细胞反应谱，以及染色模式。根据不同的实验目的选择抗体。因为相同CD编号的抗体可能识别不同的抗原决定簇。
④ 抗体的多种组合可能相互影响与抗原的结合（如通过空间构型的阻碍），所以对所用抗体组合，应先了解每个抗体在对照细胞上单色标记的表达情况。
⑤ 对于临床实验尽量选择体外诊断（IVD）试剂和分析特异性（ASR）试剂，而仅供研究用（RUO）试剂一般不能用于体外诊断实验。在我国，用于体外诊断的试剂还必须取得国内的SDA认证。这样，一个抗体组合内的抗体可能来源不同的公司，有不同的浓度、不同的亚型、不同F/P值，可能均需要自身的同型对照，而实际上，这是非常困难的。那么，尽量选择同一家公司的试剂可以减少上述的干扰。对于临床上常见的流式检测项目，所需的试剂组合基本都有参考或推荐的抗体组合。
如，T细胞亚群检测的CD45/CD4/CD8/CD3、CD45/CD56/CD19/CD3；阵发性血红蛋白尿（PNH）检测的CD55、CD59；血小板无力症（GT）检测的CD41、CD61等等。但对于白血病/淋巴瘤免疫分型，国际上迄今为止也没有统一的抗体组合。在2000年国际细胞分析学会（ISAC）大会上，临床血细胞计数协会组织了一次国际专家会议，以期对检测血液淋巴系统肿瘤所需最少、最有效的单抗数达成共识。75%与会者一致认为，对于慢性淋巴系统增殖性疾病（CLD）有9种单抗：CD5，CD19， κ，λ，CD3，CD20，CD23，CD10，CD45对初诊来说是最基本的。淋巴瘤和CLD相似，需要至少12-16种单抗。对于急性白血病（AL），75%的与会者认为大约13-15种单抗是最基本的：CD10，CD19，CD79a，CD13，CD33，CD34，CD45，CD2，MPO，CD7，CD14，CD3，HLA-DR等，对初步鉴别白血病系列是必需的。其他一些（CD16，CD56，CDw65，TdT，cyCD3）可能对某些病例有用。几乎所有的投票者都认为，要对急性白血病完善
分类所需单抗的恰当数量平均为20-24种。但这些抗体之间组合也是一大难题，目前也无统一规定。大会多数发言者（11/13）指出，对已确诊病人的监护和分期来说，仅需较少单抗。
抗体的质量控制是实验的关键环节。抗体的质量包括其特异性、灵敏度、精密度。对这一些，一些商业化的公司对常用单抗的检验均推出了一系列质控物。如BECKMAN COULTER公司的Cyto-Trol、Immuno-Trol等。
（3）染色方法
细胞表面染色：大多数免疫表型分析均采用此方法。但由于许多抗原也同时存在细胞内，所以在细胞表面抗原检测时应特别注意保持细胞膜的完整以保证检测的特异性。表面标记又分溶血前标记和溶血后标记。若红细胞对标记有影响或血浆成分对标记有影响的，适合溶血后标记，但要注意溶血剂膜抗原的影响，所以，溶血剂一般不含固定剂。如免疫球蛋白轻链检测和阵发性血红蛋白尿的检测等。
细胞内染色：有些胞内抗原的检测对白血病的免疫分型尤为重要，如TdT， MPO， cCD3， cCD79a 。胞内染色的关键是使细胞膜通透，把抗体或核酸染料导入胞内而不影响细胞骨架的完整性。还要保证固定和透膜的步骤不影响有关抗原与相应抗体的结合力和核酸与染料的结合。某些适用于胞内染色的试剂可能不适于表面标记分析。通常胞内染色不能与细胞活性的检测同时进行，除非用EMA的方法。对于胞内染色，所用的荧光素应足够小到能穿透到胞膜内。对于某些核酸染料（如DAPI、TO、AO等）为活细胞染料，无需固定或透膜。
胞膜和胞内染色：通常，先胞膜染色，固定，膜通透和胞内染色，最后是DNA染色。
3、数据的获取和分析
流式细胞仪数据的获取必须是在仪器性能的校准均合格的基础上进行。由于流式细胞仪是基于对散射光信号和荧光信号进行分析的仪器，因此，仪器散射光和荧光信号的光电倍增管电压、增益、颜色补偿等参数的设定直接影响结果。同型对照的设定尤为重要。同型对照是指与单抗种宿来源相同、亚型相同、标记荧光素相同的未免疫动物的免疫球蛋白。同时考虑浓度、F/P值尽量相同，这样阳性阈值的界定才比较准确，特别是对于弱表达抗原阳性率的测定。而DNA倍体分析中参照物的设定非常重要，一般鸡红细胞作为内参照物。为了结果的可靠性，对获取的细胞量至少应在10000-20000个。但不同的实验目的对于获取的细胞量要求一般是不一样的，如DNA倍体分析，至少应获取10000个细胞；微小残留
病灶（MRD）的检测，要求达到10-4数量级水平，则应至少分析100000个细胞干细胞移植中CD34的检测，应至少获取100个CD34阳性细胞或75000个有核细胞。
对于获取的数据，应保存在listmode文件中，便于分析。设门（gating）对于流式数据分析至关重要。设门实际就是确定分析区域。在DNA倍体分析中，设门实际就是圈定单个细胞，排除粘连细胞。对于细胞成分单一的标本（如培养细胞），设门比较简单。但对于成分复杂的标本（如骨髓）而言，准确的设门就不那么简单。前向散射光（FS）与侧向散射光（SS）设门干扰因素较多，目前，越来越多的被免疫标记物加散射光设门所取代。如，CD45/SS设门已成为白血病/淋巴瘤免疫分型、CD34检测、MRD监测最佳的设门方法；CD19/SS设门对于成熟B淋系增生性疾病分析非常适用。
在数据分析中，百分率、荧光强度、DNA指数（DI）、多少个/ul是我们报告中常用的。百分率主要适用于检验指标集中在细胞有无的数量变化。如T细胞亚群检测、网织红细胞检测等；荧光强度主要适用于检验指标的变化集中在细胞上抗原量的多少。如血小板无力症（GT）的检测、慢性淋巴细胞白血病（CLL）CD20的变化等。DI用于DNA倍体分析。而艾滋病划分中外周血CD4的绝对定量、OKT3治疗监测中CD3的绝对定量、干细胞移植中的CD34的定量等等，最终都以多少个/ul的浓度形式表示出来。对于白血病/淋巴瘤免疫分型结果的分析，以前基本上都是以百分率的形式报告临床，但单纯的百分率结果并不能完整的反映肿瘤细胞的特性。因为20%人为认定的阳性判断标准忽略了低于20%的弱阳性结果，以及忽略了阳性结果之间荧光强弱的差别，而这一切对于白血病/淋巴瘤的诊断和分型却非常重要。目前，大多主张以文字描述抗原有无和强弱的报告方式，废弃百分率的报告形式。
4、临床检验的分析过程的质量评价
质量控制也必须重视检验方法学的选择和评价。任何一次实验都一定有误差，在一定意义上可以将误差分为实验方法学的系统误差及除此之外的随机误差。质量控制的方法和手段都只能减少或消除随机误差，但不影响系统误差。要使检验结果的误差控制在临床可接受的低水平或者允许的误差范围内，必须使用总误差水平符合临床要求的检验方法（包括仪器、试剂、具体操作方法等），才能保证检验结果在质量控制下符合临床要求。临床检验质量控制的目的，是监测实验过程中出现重要的误差时，用适当的方法警告分析人员。一般说来，检查实验结果质量的方法是测定质控物，最通用做法是将质控品和病人一起进行常规检验，了解
检验质量则是将质控品测定的结果画在控制图上，观测控制结果是否超过控制限来决定失控与否。
在开始使用质控物的第一个月内，检验人员每天将质控物随机插入病人标本中进行检验项目的测定。月末对当月的测定结果（n≥20）做简单统计，求出均值x和标准差s。若检验结果的分布接近正态分布，结果的分布即可用均值和标准差来描述。这就意味着95.5%的结果在x+2s范围内，99.7%的结果在x+3s范围内。为便于观察质控结果，及时了解有何失效情况，常使用质控图。
按照正态分布规律：
① 所有测定值应均匀分布于均值两侧，不应有明显不均之感；
② 质控品测定值应有95.5%的可能性在x±2s范围之内；
③ 不应有连续6次以上的结果落于平均值的一侧；
④ 不能有连续5次以上的结果有逐渐增高或降低的趋势性变化；
⑤ 不应有连续两次结果在x±2s范围之外；
⑥ 没有一次结果在x±3s范围之外。
如果不符合上述规律，则说明结果失控。只有证实当天质控结果在控制之内，对当天的临床检验才能发出结果。一旦出现失控，则须查明原因，重新检验。对有1次检验结果超出均数2个标准差范围，提示警告。同批实验中2个质控品的结果之差值超过4s，也是失控规则之一，提示存在随机误差。连续4次质控结果同方向超出均数1个标准差范围，也是失控规则之一，提示存在系统误差。
5、室间质量评价
开展内部的质量控制使实验的受控项目达到一定的精密度。临床上往往只对实验结果是否可重复较敏感，若实验结果存在较稳定的系统误差，临床和实验室一般不易察觉，因此内部的质量控制还在于控制结果的不精密度。由专门机构定期向临床实验室分发质控品，要求各单位检测后返回测定结果，经过整理和统计，以数据和报告形式反映各实验室间及各分析方法间的差异，根据各单位测定结果与靶值的离散程度，计算出该实验室所的分数，及时反馈给参加者，便于改进工作。这就是室间质量评价的基本形式。室间质量评价主要是控制实验室工作的不准确
度，是对室内质量控制的补充。我国于2000年，由卫生部临床检验中心开始组织开展临床流式细胞术室间质评。现已开展了T细胞亚群检测和CD34绝对计数的室间质评。
六、技术特点
流式细胞仪作为一种最先进的细胞定量分析检测仪器，设计上采用了许多独特的技术，其中涉及到液流系统、光路系统、信号测量和细胞分选等4个方面。
七、实验安全
生物学操作技术最重要的就是安全问题，在操作流程中有诸多环节存在各种安全隐患，需要谨慎操作。
1、电安全问题：偏振板，激光供电等都是高电压，需要特别小心。仪器内部只能由厂家人员及相关工作人员才可操作，实验人员不得冒险操作。
2、激光安全问题：流式细胞术的激光有相应的cover保护，不得打开，否则危险。某些仪器操作时必须关上相应的门，不得直视激光，室内不得有反光物体，不得试图用任何器物阻断激光束。
3、生物学安全问题：如病毒、细菌、致癌物质等，倒废液桶时要注意，不要用手或身体其他部位直接接触有可能有危险的东西，提高警惕。
4、财产安全问题：流式细胞仪是贵重仪器，液流系统，激光系统，电脑系统都价值昂贵，操作时应保持严肃，不得嬉闹。
八、展望
流式细胞仪从细胞技术开始发展到今天，60年代至70年代是其飞速发展时期，激光技术、喷射技术以及计算机的应用使流式细胞仪在原理和结构上形成了固定的模式。
80年代则是流式细胞仪的商品化时期，这期间不断有新型号的仪器推出，在多参数检测技术上不断提高。
进入90年代，随着微电子技术特别是计算机技术的发展，计算能力不断提高，流式细胞仪的功能也越来越强大。在数据管理、数据分析方面有了长足进步。但是，在技术原理和设计方面并没有突破性的进展。人们的注意力开始转向流式细
胞仪的应用，新的荧光探针、新的荧光染料、新的染色方法不断推出，使流式细胞技术在新的细胞参数分析方面日益发展。
从新推出的仪器看，流式细胞仪会在硬件上不断更新，采用更新的器件（如半导体激光、大规模集成电路），以实现小型化；用数字电路取代模拟电路，充分发挥微处理器的功能以实现简单化；在软件上提高数据自动分析能力，充分发挥图形界面的优点，使操作更加简便。
目前，FCM是定量外周血中HPC的参考方法，广泛应用于外周血干细胞移植实验室，用于决定PBSC采集的时机及评价外周血采集液的收益。其基本原理为荧光免疫分析，即根据外周血与骨髓中HPC表达同样的CD34抗原（CD34+），并利用荧光标记CD34抗体与HPC膜表面CD34抗原结合，在特定波长的激光照射下，检测CD34+胞发出的荧光强度并结合其光学特性，即较低的侧向散射（SSC）和较高的前向散射（FSC），从而检测CD34+细胞。CD34+细胞实际上包括所有的HPC，如CFU-GM，红细胞暴发形成单位（BFU-E），巨核细胞形成单位（CFU-Mk），混合细胞集落形成单位（CFU-Mix）和原始细胞集落形成单位（CFU-Blast）。后两种HPC明显具有许多干细胞的特征，如它们可以自我更新，也可定向分化为一定数目的造血细胞系。体内试验也发现，经过致死剂量照射的狒狒移植足够数量的自体CD34+细胞，可以完全恢复其造血功能，同样的现象也可在经过骨髓、摧毁性治疗的病人中出现。有人认为，CD34+细胞在功能上可根据是否表达CD33抗原而分为2个细胞群。早期的HPC，如CFU-Blast和LTC-IC仅表达Q CD34抗原（CD34+/CD33-），而较为成熟的定向祖细胞可同时表达CD34和CD33抗原（CD34+/CD33+）。还有人根据CD38抗原表达与否，将CD34+细胞分为CD34+/CD38-和CD34+/CD38+两个亚型，并且认为LTC-IC主要分布于CD34+/CD38-亚型，而更为原始的ELTC-IC则仅分布于CD34+/CD28-细胞群，说明CD34+/CD38-亚型性质上更接近PBSC。
回顾性资料表面，移植经历了与移植物中不同分化程度的HPC有关的两个阶段。起初，与早期造血恢复有关的是移植 物中定向祖 细胞（committed progenitor cell）；继之，持续性的移植 相由多能造血干细胞产生。因此，周血中不同分化程度的HPC，对指导干细胞采集及移植成功尤为必要。目前多参数及双参数流式细胞低度均可通过CD34、CD33和CD38抗体等检测标本中不 同CD34+细胞亚型，来决定采血的时机和预测移植效果。Barnett等报道，采集液CD34+细胞数量与外周血中CD34+细胞百分率显着相关（r=0.71），并且认为准确计数循环中CD34+细胞，可更好地预测采集液中造血干/祖 细胞含量。Weaver等观察692例患者外周血祖细胞（PBPC）采集液中CD34+细胞、单个核细胞、集
落形成单位的数量与移植动力学关系，认为PBPC采集液中CD34+细胞含量是预移植后中性粒细胞和血小板数量回升最有力的指标。
虽然，FCM测定CD34+细胞是检测HPC数量的参考方法，但仍有一些技术问题有待解决：
1、单平台分析代替传统双平台分析的可行性；
2、应对单平台FCM分析实验室进行多中心的横向研究；
3、标本制备方法；
4、确定引起移植后快速和长期造血功能恢复的不同干细胞亚型及移植所需数目等。
此外，FCM法需特殊仪器，操作技术要求高，价格昂贵，结果的重复性欠佳，促使人们追求更经济、快捷、简便的方法。