米曲霉蛋白酶的分离纯化及酶学性质研究_马俊阳

Jan. 20, 2014, 41(1): 83−89

Microbiology China 2014 by Institute of Microbiology, CAS [email protected]

DOI: 10.13344/j.microbiol.china.130068

微生物学通报

米曲霉蛋白酶的分离纯化及酶学性质研究

马俊阳1 诸葛斌1* 方慧英1 宗红1 孙进2 龚星慧2 诸葛健1 楼笑笑2 冯倩2

(1. 江南大学 工业生物技术教育部重点实验室 工业微生物研究中心 江苏 无锡 214122) (2. 浙江正味食品有限公司 浙江省调味食品制造工程技术研究中心 浙江 义乌 322000)

摘 要：【目的】获得米曲霉蛋白酶主要成分及其酶学性质。【方法】利用硫酸铵盐析，DEAE-Sepharose FF阴离子交换层析、Phenyl-Sepharose HP疏水层析和Superdex-G75/200凝胶层析对米曲霉所产蛋白酶系进行分离纯化，SDS-PAGE 检测蛋白酶纯度和分子量，采用高效液相凝胶色谱分析两种蛋白酶酶解产物。【结果】从米曲霉所产蛋白酶系中分离纯化获得两种蛋白酶组分P1和P2，分子质量分别约为37 kD和45 kD。以酪蛋白为底物时，P1的K m =8.36 g/L，V m =12.95 μg/(mL·min)，最适反应条件为pH 8.0、45 °C；P2的K m =4.11 g/L，V m =4.86 μg/(mL·min)，最适反应条件为pH 7.0、45 °C。两种蛋白酶均对酪蛋白水解活性最高，而对牛血清蛋白的水解活性很低。P1和P2分别酶解大豆分离蛋白后水解产物中肽分子质量分布呈现出一定的差异。【结论】两种蛋白酶的酶学性质存在差异；两者对疏水氨基酸构成的肽键具有选择性，但其作用基团存在特异性。这些研究结果将为米曲霉所产蛋白酶在食品上的应用提供 指导。 关键词：米曲霉，蛋白酶，分离纯化，酶学性质

Purification and characterization of proteases from Aspergillus oryzae

MA Jun-Yang1 ZHUGE Bin 1* FANG Hui-Ying 1 ZONG Hong 1 SUN Jin 2

Jian 1 LOU Xiao-Xiao2 FENG Qian2 GONG Xing-Hui2 ZHUGE

(1. The Key Laboratory of Industrial Biotechnology, Ministry of Education and the Research Centre of Industrial

Microbiology , Jiangnan University, Wuxi , Jiangsu 214122, China )

(2. Zhejiang Zhengwei Food Co. Ltd ., Research Center of Seasoning Food Processing of Zhejiang, Yiwu, Zhejiang 322000,

China )

Abstract: [Objective] This study aimed to purify and characterize proteases from Aspergillus oryzae . [Methods] Ammonium sulfate precipitation, DEAE-Sepharose FF anion exchange chromatography, Phenyl-Sepharose HP hydrophobic chromatography and Superdex-G75/200 gel filtration chromatography were used to purify the proteases from A . oryzae. The molecular weight and purity were determined by SDS-PAGE, and the enzymatic hydrolyzates of soy protein isolated were assayed by HPLC. [Results] Two proteases (P1 and P2) were obtained from Aspergillus oryzae and their molecular weights were approximately 37 kD and 45 kD, respectively. Using casein as a substrate, the optimum conditions of P1 and P2 were pH 8.0, 45 °C and pH 7.0, 45 °C, respectively.

基金项目：浙江省重大科技专项计划项目(No. 2012C12004-3)

*通讯作者：Tel: 86-510-85918150; : [email protected]

收稿日期：2013-01-27；接受日期：2013-04-09；优先数字出版日期(www.cnki.net)：2013-10-11

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The K m of P1 and P2 were 8.36 g/L and 4.11 g/L, respectively. Moreover, the V m of P1 and P2 were

12.95 μg/(mL·min) and 4.86 μg/(mL·min), respectively. Both P1 and P2 had the highest hydrolytic activity to casein while lowest activity to BSA (Bull Serum Albumin). Meanwhile, the molecular weight of peptides in soy protein isolated hydrolyzates had different distributions. [Conclusion] Purified P1 and P2 have some differences in enzymatic properties. And they both have strong cutting capacity towards the hydrophobic peptide bond, but there are also differences in the specificity of bond groups. These results have a great significance for the application of proteases from Aspergillus oryzae in the food industry.

Keywords: Aspergillu oryzae, Protease, Purification, Enzymatic properties 蛋白酶是可以水解蛋白中的肽键并生成氨基酸或小肽的一类酶，是世界三大酶制剂之一，占全球酶制剂销量的60%，其主要来源于动物、植物和微生物，一般情况下不含有毒有害物质，而且水解反应完全后自身可以被灭活，因此在食品工业中有着广泛的应用。

蛋白酶水解蛋白质具有效率高、条件温和、能提高蛋白质的营养价值等多项优点。不同的蛋白酶有不同的酶切方式，对氨基酸残基形成的肽键有其酶解专一性，因此当不同的蛋白酶作用于同一底物时，会产生不同的氨基酸或小肽水解物，使蛋白水解物具有不同的口味和功能特性。米曲霉是公认的食品安全菌株，具有很强的蛋白酶合成能力，其蛋白酶在较广的pH 范围内均具有活性，另外由于米曲霉含有丰富的糖苷水解酶，可以利用淀粉或纤维素等廉价原料高效生产蛋白酶，所以米曲霉是食品用蛋白酶的主要来源菌株。多年来对米曲霉蛋白酶的研究，主要集中在发酵过程中蛋白酶活力测定，诱变菌株提高活力等方面[1-4]。另外，张贺迎等[5]用活性电泳方法分析发现米曲霉能分泌多种蛋白酶，曾小波等[6]用硫酸铵沉淀、凝胶柱层析方法初步分离出一种内肽酶和一种外肽酶，除此很少有关于米曲霉各蛋白酶组分酶解特性的深入研究，影响了对米曲霉蛋白酶的充分利用。

本文对一株米曲霉所产蛋白酶系进行了分离纯化，并对获得的蛋白酶组分进行酶学性质及酶解特性研究，为米曲霉所产蛋白酶在食品上的应用提供指导。

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1 材料与方法

1.1 材料

1.1.1 菌株:米曲霉(Aspergillus oryzae) ，本研究中心筛选和保藏。

1.1.2 原料:麸皮、马铃薯为市售；大豆分离蛋白购自哈尔滨高科大豆食品有限公司；酪蛋白、牛血清蛋白购自国药集团化学试剂有限公司。 1.1.3 培养基及培养条件:种子斜面培养基(g/L)：马铃薯200，蔗糖20，琼脂20；种子培养条件：30 °C静置培养5 d。发酵固体培养基：麸皮与水按1:1 (体积比) 比例搅拌均匀；发酵培养条件：接3环斜面菌种于发酵培养基中，充分摇匀，30 °C培养36 h，24 h时扣瓶。

1.1.4 主要试剂和仪器:DEAE-Sepharose FF、Phenyl-Sepharose HP、Sephadex-G75/200预装柱，购自Pharmacia 公司；低相对分子质量蛋白质Marker ，购自TaKaRa 公司；丙烯酰胺、甲叉双丙烯酰胺、过硫酸铵、十二烷基硫酸钠(SDS)、考马斯亮蓝R250/G250、TEMED ，购自Sigma 公司；其它试剂均为分析纯或生化试剂。

AKTA 蛋白纯化，Purifer 系统。

1.2 方法

1.2.1 蛋白酶酶活测定:采用Folin-酚法[7]。 1.2.2 蛋白浓度测定:采用Brad-Ford 法[8]。 1.2.3 粗酶液的提取：将发酵好的培养物按照质量体积比1:3加入生理盐水，37 °C摇床振荡1 h，过滤，滤液即为粗酶液。

1.2.4 硫酸铵盐析：取一定体积粗酶液，加入硫酸

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铵粉末至40%饱和度，4 °C静置5 h后，8 000 r/min离心10 min，取上清液补加硫酸铵至80%饱和度，4 °C静置过夜，8 000 r/min离心10 min后，沉淀用0.02 mol/L Tris-HCl (pH 7.5)缓冲液溶解。 1.2.5 DEAE-Sepharose FF阴离子交换层析：透析脱盐后的沉淀蛋白，加样于用0.02 mol/L Tris-HCl (pH 7.5)缓冲液平衡的DEAE-Sepharose FF 阴离子交换柱，用平衡液充分衡洗，将未挂上柱的蛋白充分洗脱下来(衡洗阶段) 后，用0.5 mol/L NaCl 溶液以2.0 mL/min的流速进行线性梯度(0−30%)洗脱(洗脱阶段) ，收集浓缩衡洗阶段和洗脱阶段的酶活组分。

1.2.6 Phenyl-Sepharose HP疏水层析：将1.2.5中的浓缩酶液与3 mol/L硫酸铵溶液等体积混和后加样于用1.5 mol/L硫酸铵溶液平衡好的Phenyl-Sepharose HP疏水柱。用0.02 mol/L Tris-HCl (pH 7.5)缓冲液进行线性梯度(0−100%)洗脱，流速2.0 mL/min。收集浓缩酶液，并进行脱盐处理。 0.15 mol/L NaCl的0.02 mol/L Tris-HCl (pH 7.5)缓冲液平衡凝胶柱，将1.2.6中的浓缩酶液加样于凝收集酶活峰，胶柱，平衡液洗脱，流速0.5 mL/min。即为纯酶液。

1.2.8 纯度、相对分子质量测定及酶谱检测：纯度酶谱检和相对分子质量测定采用SDS-PAGE 法[9]。测按SDS-PAGE 稍加改进[10]，样品与上样缓冲液混合后不经煮沸处理，低温电泳后，脱色摇床上用

8.0、9.0和10.0，于室温放置60 min，然后分别在最适pH 下测酶活，计算相对酶活。

(2) 最适作用温度及温度稳定性：分别在不同的温度(30−70 °C)下测定蛋白酶的活性，确定最适将酶液分别于不同温度(40、温度。最适pH 条件下，50、60 °C)保温30、60、90、120 min，测定保温后酶活，计算相对酶活。

(3) 米氏常数测定：配制不同浓度的酪蛋白溶液(0、0.5、l.0、2.0、4.0、6.0、8.0、10.0、12.0、16.0、20.0 g/L)，在最适作用条件下，以不同浓度酪蛋白溶液为底物测定蛋白酶活性，采用双倒数作图确定V m 和K m 。

(4) 底物选择性：分别以酪蛋白(Casein)、大豆分离蛋白(SPI)和牛血清蛋白(BSA)为底物测定P1和P2的水解活性，分别设定两种酶对Casein 的水解活性为100%，计算其他底物的相对酶活。

(5) 酶解反应：pH 7.2磷酸缓冲液配制5% SPI ，85 °C热处理15 min后，按酶与底物700 U/g水浴灭活酶15 min。

(6) 酶解产物分子量分布测定：高效液相色谱分析。色谱柱：TSKgel 2000 SWXL (300×7.8 mm)，流动相乙腈:水:三氟乙酸=45:55:0.1 (体积比) ，紫外检测波长220 nm，流速0.5 mL/min，柱温30 °C，进样量10 μL 。

45 °C反应5 h，反应后沸1.2.7 S uperdex-G75/200凝胶层析：用含 加入一定量酶液，置于

2 结果与分析

2.1 米曲霉蛋白酶组分的分离纯化

2.1.1 硫酸铵盐析：米曲霉蛋白酶在硫酸铵饱和度2.5% Triton X-100振荡30 min以脱去SDS ，

为40%时开始析出，沉淀蛋白量和蛋白酶酶活力

0.1 mol/L磷酸盐缓冲液(pH 7.2)洗胶3次后，置于

随硫酸铵饱和度的增加而增加，当饱和度为80%

1%酪蛋白溶液(pH 7.2磷酸缓冲液配制) 中50 °C水

时沉淀酶活力接近最高值。因此，采用40%饱和

解60 min，染色及脱色。

度除去少量杂蛋白，80%饱和度用于沉淀蛋白酶。

1.2.9 酶学性质：(1) 最适作用pH 及pH 稳定性：

2.1.2 色谱分离：利用DEAE-Sepharose FF阴离子

分别在不同的pH 缓冲体系下测定蛋白酶活性，pH

交换层析对硫酸铵盐析脱盐后的样品进行纯化，洗

3.0−5.0 (乙酸钠缓冲液) 、pH 6.0−7.0 (磷酸盐缓冲

脱结果如图1所示，将各收集峰进行酶谱分析(图

液) 、pH 8.0−9.0 (Tris缓冲液) 、pH 10−11

2) ，结果表明分离得到两种活性组分，其中一种酶

(Glycine-NaOH)，确定最适pH 。用不同的缓冲液

活较高的蛋白酶在衡洗阶段被洗脱，另一种则在电

分别调节酶液的pH 到3.0、4.0、5.0、6.0、7.0、

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导为9.04−13.10 mS/cm阶段被洗脱。由于粗酶液中某蛋白酶活性强，使得水解酪蛋白区域重叠，造成两个条带间有拖尾现象[5]。

采用

Superdex-G200

凝胶层析对

DEAE-Sepharose FF衡洗阶段的活性组分进行进一步纯化(图3A) ，活性峰与目的蛋白峰相吻合(命名为P1) ；采用Phenyl-Sepharose HP疏水层析和Superdex-G75凝胶层析对DEAE-Sepharose FF洗脱阶段的活性组分进行进一步纯化，Superdex-G75层析洗脱图谱如图3B 所示，目的蛋白峰与杂质蛋白峰分开，且与活性峰对应(命名为P2) 。

P1和P2的纯化效果如表1和表2所示，P1经纯化后最终比活力达到2 469.03 U/mg，纯化倍数为6.33，回收率为10.61%；P2经纯化后最终比活力达到1 427.96 U/mg，纯化倍数为3.67，回收率为1.06%。

图1 米曲霉蛋白酶DEAE-Sepharose FF阴离子交换

层析洗脱曲线

Figure 1 Elution profile of Aspergillus oryzae protease on

DEAE-Sepharose FF

2.2 两种米曲霉蛋白酶的分子量及酶谱分析

将纯化后的P1、P2进行SDS-PAGE 和酶谱分析(图4) ，P1、P2在SDS-PAGE 图中均显示一条带，说明两种蛋白酶均已达到电泳纯且都只由一条肽链构成，分子量大小分别约为37 kD和45 kD。对照酶谱分析图和SDS-PAGE 图，两种电泳方法得到的蛋白条带位置不完全一致，可能是由于酶谱检测前未对样品进行变性处理，蛋白质与SDS 未能充分结合，导致蛋白质所带电荷偏低，使得其迁移速率低于SDS-PAGE 中，此外两种电泳中蛋白质形状的差异，也会导致迁移速率不同[11]。

图2 酶谱检测图谱

Figure 2 Zymography analysis

注：A ：粗酶液；B ：衡洗阶段的酶活组分；C ：洗脱阶段的酶活组分.

Note: A: Crude extracts; B: Protease in equilibrium stage; C:

Protease in elution stage.

图3 Superdex-G75/200凝胶层析曲线

Figure 3 Elution profile of Superdex-G75/200 FC

注：A ：P1的Superdex-G200凝胶层析曲线；B ：P2的Superdex-G75凝胶层析曲线.

Note: A: Elution profile of P1 on Superdex-G200 FC; B: Elution profile of P2 on Superdex-G75 FC.

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表1 P1的纯化结果

Table 1 Purification table of P1

纯化步骤 Purification step Crude extracts Salting out DEAE-Sepharose Superdex-G200

总蛋白 Protein (mg) 83.54 74.29 4.69 1.40

总活力 Proteolytic activity

(U) 32 567.00 29 227.73 9 057.62 3 456.64

回收率 Recovery (%) 100.00 89.75 27.82 10.61

比活力 Specific activity

(U/mg)

389.84 393.43 1 931.10 2 469.03

纯化倍数 Fold 1.00 1.02 4.96 6.33

表

2 P2

的纯化结果

Table 2 Purification table of P2

纯化步骤 Purification step Crude extracts Salting out DEAE-Sepharose Phenyl-Sepharose Superdex-G75

总蛋白 Protein (mg) 83.54 74.29 4.57 1.18 0.24

总活力

Proteolytic activity

(U) 32 567.00

29 227.73 4 210.36 1 194.62 342.71

回收率 Recovery (%) 100.00 89.75 12.93 3.67 1.06

比活力 Specific activity

(U/mg) 389.84

393.43 921.87 1 012.39 1 427.96

纯化倍数 Fold 1.00 1.02 2.36 2.61 3.67

P1和P2在40 °C放置120 min，相对酶活均在95%以上，说明在低于40 °C条件下有较好的稳定性；50 °C放置120 min，P1和P2会缓慢失活，其相对酶活分别为63%和47%；60 °C放置30 min，P1和P2活性几乎完全丧失。

2.4 两种米曲霉蛋白酶的米氏常数测定

以酪蛋白为底物，分别在不同底物浓度下测定两种蛋白酶的活性。以底物浓度和产物(酪氨酸) 生成量作图，以1/S 为横坐标，1/V 为纵坐标，得到两种蛋白酶的双倒数曲线如图5所示，经米氏方程计算，得到P1的表观米氏常数K m =8.36 g/L，V m =12.95 μg/(mL·min)；P2的表观米氏常数K m =4.11 g/L，V m =4.86 μg/(mL·min)。

图4 P1和P2的SDS-PAGE 和酶谱分析图谱

Figure 4 SDS-PAGE and zymography analysis of the

puri fied P1 and P2

注：M ：标准蛋白；1：P1的SDS-PAGE 图谱；2：P1的酶谱分析图谱；3：P2的酶谱分析图谱；4：P2的SDS-PAGE 图谱. Note: M: Markers; 1: SDS-PAGE of P1; 2: Zymography analysis of P1; 3: Zymography analysis of P2; 4: SDS-PAGE of P2.

2.5 两种米曲霉蛋白酶的底物选择性

以不同的蛋白为底物，考察了两种蛋白酶对不同底物的水解活性(表3) 。两种蛋白酶对不同底物的作用效果有很大差异，在所选用的3种底物蛋白中，两种蛋白酶对Casein 的水解活性最高，其次为SPI ，最差的是BSA 。

这可能与底物特性和蛋白酶的肽键选择性有密切联系，Casein 是典型的疏水性蛋白，含有较高

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2.3 两种米曲霉蛋白酶的pH 及温度特性

考察了pH 、温度对P1和P2活性、稳定性的影响，P1的最适作用条件为pH 8.0、45 °C；P2的最适作用条件为pH 7.0、45 °C。在pH 5−10范围内，P1稳定性良好，室温放置60 min相对酶活均在85%以上；在pH 5.0−8.0范围内，P2稳定性良好，室温放置60 min相对酶活均保持在85%以上。

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图5 P1和P2的米氏方程作图

Figure 5 Plot of Michaelis-Menten equation of Pl and P2

注：A ：P1的米氏方程作图；B ：P2的米氏方程作图.

Note: A: Plot of Michaelis-Menten equation of Pl; B: Plot of Michaelis-Menten equation of P2.

表3 P1和P2对不同蛋白底物的水解活性

Table 3 Activity of protease P1 and P2 against different proteins

蛋白种类 Protein (2%, W/V)

Casein

SPI BSA

P1：相对酶活 P1: Relative activity (%)

100

47.46±0.20 2.2±0.8

P2：相对酶活 P2: Relative activity (%)

100

69.1±0.5 6.9±0.3

比例的Pro 和Leu ，而BSA 是一种亲水性蛋白，其肽链中疏水性氨基酸的比例相对较低。两种蛋白酶均对Casein 的水解活性最高而对BSA 的水解活性较低，说明两者对疏水氨基酸构成的肽键有很强的切割能力。

经P1和P2酶解后，分子量小于1 kD的小肽所占的比例显著提高，P1酶解物中小于1 kD的小肽占58.38%，P2酶解物中小于1 kD的小肽占66.71%。

3 讨论

蛋白酶在食品上有广泛的应用，研究不同蛋白酶的酶解特性对于蛋白水解物口感的提升和功能性小肽的研究具有重要意义。本文利用硫酸铵盐析、DEAE-Sepharose FF阴离子交换层析、Phenyl- Sepharose HP疏水层析和Superdex-G75/200凝胶层析从米曲霉所产蛋白酶系中分离出两种蛋白酶组分P1和P2，均已达到电泳纯，分子量大小分别

2.6 两种米曲霉蛋白酶酶解产物多肽分子质量

分布

由表4可知，SPI 经P1和P2分别酶解后，分子量大于10 kD的多肽所占比例由83.86%分别降至9.51%和7.90%，表明两种酶均能不同程度地降解SPI 。据报道具有活性的大豆肽是以3−6个氨基酸组成的小分子肽为主，分子量在1 kD以下[12]。

表4 SPI酶解前后多肽分子量分布及其所占比例

Table 4 The molecular mass distribution and proportion of peptides before/after hydrolyzation of SPI

类型 Types SPI P1 hydrolyzates P2 hydrolyzates

≥10 kD (%) 83.86 9.51 7.90

5−10 kD (%) 4.66 7.24 4.88

3−5 kD (%) 2.74 5.91 4.47

2−3 kD (%) 0.89 5.27 4.63

1−2 kD (%) 0.91 13.70 11.42

500−1 000 D

(%)

0.48 24.58 20.36

180−500 D

(%)

1.96 28.47 35.30

≤180 D(%) 4.49 5.32 11.04

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马俊阳等: 米曲霉蛋白酶的分离纯化及酶学性质研究 89

约为37 kD和45 kD，与汤鸣强等[13]分离纯化出的中性蛋白酶(73.4 kD)和Vishwanatha 等[14]分离纯化出的酸性蛋白酶均不同，推测两种蛋白酶是新发现的蛋白酶，这将为米曲霉蛋白酶的进一步应用提供依据。P1和P2的酶学性质研究表明，两者的酶学性质存在差异：P1的最适作用条件为pH 8.0、 45 °C；P2的最适作用条件为pH 7.0、45 °C。P2的米氏常数较P1的要小，在一定程度上反映P2与底物具有较高的亲和力。

以Casein 、SPI 和BSA 三种天然蛋白为底物时，P1和P2均对疏水性蛋白Casein 有较高的水解活性，说明P1和P2对蛋白底物中的疏水性肽键具有很强的切割能力。一般来说，疏水性氨基酸在多肽中的含量越多苦味越强，另外Ishibashi 等

[15]

经分离纯化后可应用于满足不同需要的食品加工。

参 考 文 献

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arginine, proline and phenylalanine residues[J]. Agricultural and Biological Chemistry, 1985, 49(4): 1019-1026.

认为多肽呈现苦味需要两个位点，其一为含较大疏水基团的氨基酸如Pro ，另一为含疏水基团或较大碱性基团的氨基酸如Arg ，当小肽中含有两者形成的肽键时其苦味会加重，而本研究获得的P1和P2对疏水性氨基酸构成的肽键具有很强的选择性，因此可在一定程度上降低多肽的苦味；但是，Otagiti [16]研究表明疏水性氨基酸残基位于C 端时苦味比位于中间位置时要明显，而P1和P2酶解后易形成C 末端为疏水氨基酸的小肽，因此为提高两种蛋白酶降低苦味的能力，可以考虑将P1和P2与端肽酶共同使用。

功能性小肽的制备质量及效果取决于所用的底物蛋白，也与蛋白酶的种类有关。本文获得的蛋白酶P1和P2分别酶解大豆分离蛋白后，酶解产物中的组分分子量分布广泛，这进一步说明P1和P2是内肽酶，作用于蛋白肽链的内部。P1和P2酶解产物中肽相对分子质量分布呈现出一定的差异，这可能是由于两种酶作用基团的不同造成的，它们作用于蛋白质的不同位点，从蛋白质内部按照各自的酶切方式获得酶解产物，以至于产生不同的产物。不同相对分子质量的大豆蛋白肽具有不同的功能特性，可根据产物的应用选择合适的酶解工艺参数，

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Jan. 20, 2014, 41(1): 83−89

Microbiology China 2014 by Institute of Microbiology, CAS [email protected]

DOI: 10.13344/j.microbiol.china.130068

微生物学通报

米曲霉蛋白酶的分离纯化及酶学性质研究

马俊阳1 诸葛斌1* 方慧英1 宗红1 孙进2 龚星慧2 诸葛健1 楼笑笑2 冯倩2

(1. 江南大学 工业生物技术教育部重点实验室 工业微生物研究中心 江苏 无锡 214122) (2. 浙江正味食品有限公司 浙江省调味食品制造工程技术研究中心 浙江 义乌 322000)

摘 要：【目的】获得米曲霉蛋白酶主要成分及其酶学性质。【方法】利用硫酸铵盐析，DEAE-Sepharose FF阴离子交换层析、Phenyl-Sepharose HP疏水层析和Superdex-G75/200凝胶层析对米曲霉所产蛋白酶系进行分离纯化，SDS-PAGE 检测蛋白酶纯度和分子量，采用高效液相凝胶色谱分析两种蛋白酶酶解产物。【结果】从米曲霉所产蛋白酶系中分离纯化获得两种蛋白酶组分P1和P2，分子质量分别约为37 kD和45 kD。以酪蛋白为底物时，P1的K m =8.36 g/L，V m =12.95 μg/(mL·min)，最适反应条件为pH 8.0、45 °C；P2的K m =4.11 g/L，V m =4.86 μg/(mL·min)，最适反应条件为pH 7.0、45 °C。两种蛋白酶均对酪蛋白水解活性最高，而对牛血清蛋白的水解活性很低。P1和P2分别酶解大豆分离蛋白后水解产物中肽分子质量分布呈现出一定的差异。【结论】两种蛋白酶的酶学性质存在差异；两者对疏水氨基酸构成的肽键具有选择性，但其作用基团存在特异性。这些研究结果将为米曲霉所产蛋白酶在食品上的应用提供 指导。 关键词：米曲霉，蛋白酶，分离纯化，酶学性质

Purification and characterization of proteases from Aspergillus oryzae

MA Jun-Yang1 ZHUGE Bin 1* FANG Hui-Ying 1 ZONG Hong 1 SUN Jin 2

Jian 1 LOU Xiao-Xiao2 FENG Qian2 GONG Xing-Hui2 ZHUGE

(1. The Key Laboratory of Industrial Biotechnology, Ministry of Education and the Research Centre of Industrial

Microbiology , Jiangnan University, Wuxi , Jiangsu 214122, China )

(2. Zhejiang Zhengwei Food Co. Ltd ., Research Center of Seasoning Food Processing of Zhejiang, Yiwu, Zhejiang 322000,

China )

Abstract: [Objective] This study aimed to purify and characterize proteases from Aspergillus oryzae . [Methods] Ammonium sulfate precipitation, DEAE-Sepharose FF anion exchange chromatography, Phenyl-Sepharose HP hydrophobic chromatography and Superdex-G75/200 gel filtration chromatography were used to purify the proteases from A . oryzae. The molecular weight and purity were determined by SDS-PAGE, and the enzymatic hydrolyzates of soy protein isolated were assayed by HPLC. [Results] Two proteases (P1 and P2) were obtained from Aspergillus oryzae and their molecular weights were approximately 37 kD and 45 kD, respectively. Using casein as a substrate, the optimum conditions of P1 and P2 were pH 8.0, 45 °C and pH 7.0, 45 °C, respectively.

基金项目：浙江省重大科技专项计划项目(No. 2012C12004-3)

*通讯作者：Tel: 86-510-85918150; : [email protected]

收稿日期：2013-01-27；接受日期：2013-04-09；优先数字出版日期(www.cnki.net)：2013-10-11

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微生物学通报 Microbiol. China 2014, Vol.41, No.1

The K m of P1 and P2 were 8.36 g/L and 4.11 g/L, respectively. Moreover, the V m of P1 and P2 were

12.95 μg/(mL·min) and 4.86 μg/(mL·min), respectively. Both P1 and P2 had the highest hydrolytic activity to casein while lowest activity to BSA (Bull Serum Albumin). Meanwhile, the molecular weight of peptides in soy protein isolated hydrolyzates had different distributions. [Conclusion] Purified P1 and P2 have some differences in enzymatic properties. And they both have strong cutting capacity towards the hydrophobic peptide bond, but there are also differences in the specificity of bond groups. These results have a great significance for the application of proteases from Aspergillus oryzae in the food industry.

Keywords: Aspergillu oryzae, Protease, Purification, Enzymatic properties 蛋白酶是可以水解蛋白中的肽键并生成氨基酸或小肽的一类酶，是世界三大酶制剂之一，占全球酶制剂销量的60%，其主要来源于动物、植物和微生物，一般情况下不含有毒有害物质，而且水解反应完全后自身可以被灭活，因此在食品工业中有着广泛的应用。

蛋白酶水解蛋白质具有效率高、条件温和、能提高蛋白质的营养价值等多项优点。不同的蛋白酶有不同的酶切方式，对氨基酸残基形成的肽键有其酶解专一性，因此当不同的蛋白酶作用于同一底物时，会产生不同的氨基酸或小肽水解物，使蛋白水解物具有不同的口味和功能特性。米曲霉是公认的食品安全菌株，具有很强的蛋白酶合成能力，其蛋白酶在较广的pH 范围内均具有活性，另外由于米曲霉含有丰富的糖苷水解酶，可以利用淀粉或纤维素等廉价原料高效生产蛋白酶，所以米曲霉是食品用蛋白酶的主要来源菌株。多年来对米曲霉蛋白酶的研究，主要集中在发酵过程中蛋白酶活力测定，诱变菌株提高活力等方面[1-4]。另外，张贺迎等[5]用活性电泳方法分析发现米曲霉能分泌多种蛋白酶，曾小波等[6]用硫酸铵沉淀、凝胶柱层析方法初步分离出一种内肽酶和一种外肽酶，除此很少有关于米曲霉各蛋白酶组分酶解特性的深入研究，影响了对米曲霉蛋白酶的充分利用。

本文对一株米曲霉所产蛋白酶系进行了分离纯化，并对获得的蛋白酶组分进行酶学性质及酶解特性研究，为米曲霉所产蛋白酶在食品上的应用提供指导。

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1 材料与方法

1.1 材料

1.1.1 菌株:米曲霉(Aspergillus oryzae) ，本研究中心筛选和保藏。

1.1.2 原料:麸皮、马铃薯为市售；大豆分离蛋白购自哈尔滨高科大豆食品有限公司；酪蛋白、牛血清蛋白购自国药集团化学试剂有限公司。 1.1.3 培养基及培养条件:种子斜面培养基(g/L)：马铃薯200，蔗糖20，琼脂20；种子培养条件：30 °C静置培养5 d。发酵固体培养基：麸皮与水按1:1 (体积比) 比例搅拌均匀；发酵培养条件：接3环斜面菌种于发酵培养基中，充分摇匀，30 °C培养36 h，24 h时扣瓶。

1.1.4 主要试剂和仪器:DEAE-Sepharose FF、Phenyl-Sepharose HP、Sephadex-G75/200预装柱，购自Pharmacia 公司；低相对分子质量蛋白质Marker ，购自TaKaRa 公司；丙烯酰胺、甲叉双丙烯酰胺、过硫酸铵、十二烷基硫酸钠(SDS)、考马斯亮蓝R250/G250、TEMED ，购自Sigma 公司；其它试剂均为分析纯或生化试剂。

AKTA 蛋白纯化，Purifer 系统。

1.2 方法

1.2.1 蛋白酶酶活测定:采用Folin-酚法[7]。 1.2.2 蛋白浓度测定:采用Brad-Ford 法[8]。 1.2.3 粗酶液的提取：将发酵好的培养物按照质量体积比1:3加入生理盐水，37 °C摇床振荡1 h，过滤，滤液即为粗酶液。

1.2.4 硫酸铵盐析：取一定体积粗酶液，加入硫酸

马俊阳等: 米曲霉蛋白酶的分离纯化及酶学性质研究

85

铵粉末至40%饱和度，4 °C静置5 h后，8 000 r/min离心10 min，取上清液补加硫酸铵至80%饱和度，4 °C静置过夜，8 000 r/min离心10 min后，沉淀用0.02 mol/L Tris-HCl (pH 7.5)缓冲液溶解。 1.2.5 DEAE-Sepharose FF阴离子交换层析：透析脱盐后的沉淀蛋白，加样于用0.02 mol/L Tris-HCl (pH 7.5)缓冲液平衡的DEAE-Sepharose FF 阴离子交换柱，用平衡液充分衡洗，将未挂上柱的蛋白充分洗脱下来(衡洗阶段) 后，用0.5 mol/L NaCl 溶液以2.0 mL/min的流速进行线性梯度(0−30%)洗脱(洗脱阶段) ，收集浓缩衡洗阶段和洗脱阶段的酶活组分。

1.2.6 Phenyl-Sepharose HP疏水层析：将1.2.5中的浓缩酶液与3 mol/L硫酸铵溶液等体积混和后加样于用1.5 mol/L硫酸铵溶液平衡好的Phenyl-Sepharose HP疏水柱。用0.02 mol/L Tris-HCl (pH 7.5)缓冲液进行线性梯度(0−100%)洗脱，流速2.0 mL/min。收集浓缩酶液，并进行脱盐处理。 0.15 mol/L NaCl的0.02 mol/L Tris-HCl (pH 7.5)缓冲液平衡凝胶柱，将1.2.6中的浓缩酶液加样于凝收集酶活峰，胶柱，平衡液洗脱，流速0.5 mL/min。即为纯酶液。

1.2.8 纯度、相对分子质量测定及酶谱检测：纯度酶谱检和相对分子质量测定采用SDS-PAGE 法[9]。测按SDS-PAGE 稍加改进[10]，样品与上样缓冲液混合后不经煮沸处理，低温电泳后，脱色摇床上用

8.0、9.0和10.0，于室温放置60 min，然后分别在最适pH 下测酶活，计算相对酶活。

(2) 最适作用温度及温度稳定性：分别在不同的温度(30−70 °C)下测定蛋白酶的活性，确定最适将酶液分别于不同温度(40、温度。最适pH 条件下，50、60 °C)保温30、60、90、120 min，测定保温后酶活，计算相对酶活。

(3) 米氏常数测定：配制不同浓度的酪蛋白溶液(0、0.5、l.0、2.0、4.0、6.0、8.0、10.0、12.0、16.0、20.0 g/L)，在最适作用条件下，以不同浓度酪蛋白溶液为底物测定蛋白酶活性，采用双倒数作图确定V m 和K m 。

(4) 底物选择性：分别以酪蛋白(Casein)、大豆分离蛋白(SPI)和牛血清蛋白(BSA)为底物测定P1和P2的水解活性，分别设定两种酶对Casein 的水解活性为100%，计算其他底物的相对酶活。

(5) 酶解反应：pH 7.2磷酸缓冲液配制5% SPI ，85 °C热处理15 min后，按酶与底物700 U/g水浴灭活酶15 min。

(6) 酶解产物分子量分布测定：高效液相色谱分析。色谱柱：TSKgel 2000 SWXL (300×7.8 mm)，流动相乙腈:水:三氟乙酸=45:55:0.1 (体积比) ，紫外检测波长220 nm，流速0.5 mL/min，柱温30 °C，进样量10 μL 。

45 °C反应5 h，反应后沸1.2.7 S uperdex-G75/200凝胶层析：用含 加入一定量酶液，置于

2 结果与分析

2.1 米曲霉蛋白酶组分的分离纯化

2.1.1 硫酸铵盐析：米曲霉蛋白酶在硫酸铵饱和度2.5% Triton X-100振荡30 min以脱去SDS ，

为40%时开始析出，沉淀蛋白量和蛋白酶酶活力

0.1 mol/L磷酸盐缓冲液(pH 7.2)洗胶3次后，置于

随硫酸铵饱和度的增加而增加，当饱和度为80%

1%酪蛋白溶液(pH 7.2磷酸缓冲液配制) 中50 °C水

时沉淀酶活力接近最高值。因此，采用40%饱和

解60 min，染色及脱色。

度除去少量杂蛋白，80%饱和度用于沉淀蛋白酶。

1.2.9 酶学性质：(1) 最适作用pH 及pH 稳定性：

2.1.2 色谱分离：利用DEAE-Sepharose FF阴离子

分别在不同的pH 缓冲体系下测定蛋白酶活性，pH

交换层析对硫酸铵盐析脱盐后的样品进行纯化，洗

3.0−5.0 (乙酸钠缓冲液) 、pH 6.0−7.0 (磷酸盐缓冲

脱结果如图1所示，将各收集峰进行酶谱分析(图

液) 、pH 8.0−9.0 (Tris缓冲液) 、pH 10−11

2) ，结果表明分离得到两种活性组分，其中一种酶

(Glycine-NaOH)，确定最适pH 。用不同的缓冲液

活较高的蛋白酶在衡洗阶段被洗脱，另一种则在电

分别调节酶液的pH 到3.0、4.0、5.0、6.0、7.0、

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微生物学通报 Microbiol. China 2014, Vol.41, No.1

导为9.04−13.10 mS/cm阶段被洗脱。由于粗酶液中某蛋白酶活性强，使得水解酪蛋白区域重叠，造成两个条带间有拖尾现象[5]。

采用

Superdex-G200

凝胶层析对

DEAE-Sepharose FF衡洗阶段的活性组分进行进一步纯化(图3A) ，活性峰与目的蛋白峰相吻合(命名为P1) ；采用Phenyl-Sepharose HP疏水层析和Superdex-G75凝胶层析对DEAE-Sepharose FF洗脱阶段的活性组分进行进一步纯化，Superdex-G75层析洗脱图谱如图3B 所示，目的蛋白峰与杂质蛋白峰分开，且与活性峰对应(命名为P2) 。

P1和P2的纯化效果如表1和表2所示，P1经纯化后最终比活力达到2 469.03 U/mg，纯化倍数为6.33，回收率为10.61%；P2经纯化后最终比活力达到1 427.96 U/mg，纯化倍数为3.67，回收率为1.06%。

图1 米曲霉蛋白酶DEAE-Sepharose FF阴离子交换

层析洗脱曲线

Figure 1 Elution profile of Aspergillus oryzae protease on

DEAE-Sepharose FF

2.2 两种米曲霉蛋白酶的分子量及酶谱分析

将纯化后的P1、P2进行SDS-PAGE 和酶谱分析(图4) ，P1、P2在SDS-PAGE 图中均显示一条带，说明两种蛋白酶均已达到电泳纯且都只由一条肽链构成，分子量大小分别约为37 kD和45 kD。对照酶谱分析图和SDS-PAGE 图，两种电泳方法得到的蛋白条带位置不完全一致，可能是由于酶谱检测前未对样品进行变性处理，蛋白质与SDS 未能充分结合，导致蛋白质所带电荷偏低，使得其迁移速率低于SDS-PAGE 中，此外两种电泳中蛋白质形状的差异，也会导致迁移速率不同[11]。

图2 酶谱检测图谱

Figure 2 Zymography analysis

注：A ：粗酶液；B ：衡洗阶段的酶活组分；C ：洗脱阶段的酶活组分.

Note: A: Crude extracts; B: Protease in equilibrium stage; C:

Protease in elution stage.

图3 Superdex-G75/200凝胶层析曲线

Figure 3 Elution profile of Superdex-G75/200 FC

注：A ：P1的Superdex-G200凝胶层析曲线；B ：P2的Superdex-G75凝胶层析曲线.

Note: A: Elution profile of P1 on Superdex-G200 FC; B: Elution profile of P2 on Superdex-G75 FC.

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马俊阳等: 米曲霉蛋白酶的分离纯化及酶学性质研究

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表1 P1的纯化结果

Table 1 Purification table of P1

纯化步骤 Purification step Crude extracts Salting out DEAE-Sepharose Superdex-G200

总蛋白 Protein (mg) 83.54 74.29 4.69 1.40

总活力 Proteolytic activity

(U) 32 567.00 29 227.73 9 057.62 3 456.64

回收率 Recovery (%) 100.00 89.75 27.82 10.61

比活力 Specific activity

(U/mg)

389.84 393.43 1 931.10 2 469.03

纯化倍数 Fold 1.00 1.02 4.96 6.33

表

2 P2

的纯化结果

Table 2 Purification table of P2

纯化步骤 Purification step Crude extracts Salting out DEAE-Sepharose Phenyl-Sepharose Superdex-G75

总蛋白 Protein (mg) 83.54 74.29 4.57 1.18 0.24

总活力

Proteolytic activity

(U) 32 567.00

29 227.73 4 210.36 1 194.62 342.71

回收率 Recovery (%) 100.00 89.75 12.93 3.67 1.06

比活力 Specific activity

(U/mg) 389.84

393.43 921.87 1 012.39 1 427.96

纯化倍数 Fold 1.00 1.02 2.36 2.61 3.67

P1和P2在40 °C放置120 min，相对酶活均在95%以上，说明在低于40 °C条件下有较好的稳定性；50 °C放置120 min，P1和P2会缓慢失活，其相对酶活分别为63%和47%；60 °C放置30 min，P1和P2活性几乎完全丧失。

2.4 两种米曲霉蛋白酶的米氏常数测定

以酪蛋白为底物，分别在不同底物浓度下测定两种蛋白酶的活性。以底物浓度和产物(酪氨酸) 生成量作图，以1/S 为横坐标，1/V 为纵坐标，得到两种蛋白酶的双倒数曲线如图5所示，经米氏方程计算，得到P1的表观米氏常数K m =8.36 g/L，V m =12.95 μg/(mL·min)；P2的表观米氏常数K m =4.11 g/L，V m =4.86 μg/(mL·min)。

图4 P1和P2的SDS-PAGE 和酶谱分析图谱

Figure 4 SDS-PAGE and zymography analysis of the

puri fied P1 and P2

注：M ：标准蛋白；1：P1的SDS-PAGE 图谱；2：P1的酶谱分析图谱；3：P2的酶谱分析图谱；4：P2的SDS-PAGE 图谱. Note: M: Markers; 1: SDS-PAGE of P1; 2: Zymography analysis of P1; 3: Zymography analysis of P2; 4: SDS-PAGE of P2.

2.5 两种米曲霉蛋白酶的底物选择性

以不同的蛋白为底物，考察了两种蛋白酶对不同底物的水解活性(表3) 。两种蛋白酶对不同底物的作用效果有很大差异，在所选用的3种底物蛋白中，两种蛋白酶对Casein 的水解活性最高，其次为SPI ，最差的是BSA 。

这可能与底物特性和蛋白酶的肽键选择性有密切联系，Casein 是典型的疏水性蛋白，含有较高

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2.3 两种米曲霉蛋白酶的pH 及温度特性

考察了pH 、温度对P1和P2活性、稳定性的影响，P1的最适作用条件为pH 8.0、45 °C；P2的最适作用条件为pH 7.0、45 °C。在pH 5−10范围内，P1稳定性良好，室温放置60 min相对酶活均在85%以上；在pH 5.0−8.0范围内，P2稳定性良好，室温放置60 min相对酶活均保持在85%以上。

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微生物学通报 Microbiol. China 2014, Vol.41, No.1

图5 P1和P2的米氏方程作图

Figure 5 Plot of Michaelis-Menten equation of Pl and P2

注：A ：P1的米氏方程作图；B ：P2的米氏方程作图.

Note: A: Plot of Michaelis-Menten equation of Pl; B: Plot of Michaelis-Menten equation of P2.

表3 P1和P2对不同蛋白底物的水解活性

Table 3 Activity of protease P1 and P2 against different proteins

蛋白种类 Protein (2%, W/V)

Casein

SPI BSA

P1：相对酶活 P1: Relative activity (%)

100

47.46±0.20 2.2±0.8

P2：相对酶活 P2: Relative activity (%)

100

69.1±0.5 6.9±0.3

比例的Pro 和Leu ，而BSA 是一种亲水性蛋白，其肽链中疏水性氨基酸的比例相对较低。两种蛋白酶均对Casein 的水解活性最高而对BSA 的水解活性较低，说明两者对疏水氨基酸构成的肽键有很强的切割能力。

经P1和P2酶解后，分子量小于1 kD的小肽所占的比例显著提高，P1酶解物中小于1 kD的小肽占58.38%，P2酶解物中小于1 kD的小肽占66.71%。

3 讨论

蛋白酶在食品上有广泛的应用，研究不同蛋白酶的酶解特性对于蛋白水解物口感的提升和功能性小肽的研究具有重要意义。本文利用硫酸铵盐析、DEAE-Sepharose FF阴离子交换层析、Phenyl- Sepharose HP疏水层析和Superdex-G75/200凝胶层析从米曲霉所产蛋白酶系中分离出两种蛋白酶组分P1和P2，均已达到电泳纯，分子量大小分别

2.6 两种米曲霉蛋白酶酶解产物多肽分子质量

分布

由表4可知，SPI 经P1和P2分别酶解后，分子量大于10 kD的多肽所占比例由83.86%分别降至9.51%和7.90%，表明两种酶均能不同程度地降解SPI 。据报道具有活性的大豆肽是以3−6个氨基酸组成的小分子肽为主，分子量在1 kD以下[12]。

表4 SPI酶解前后多肽分子量分布及其所占比例

Table 4 The molecular mass distribution and proportion of peptides before/after hydrolyzation of SPI

类型 Types SPI P1 hydrolyzates P2 hydrolyzates

≥10 kD (%) 83.86 9.51 7.90

5−10 kD (%) 4.66 7.24 4.88

3−5 kD (%) 2.74 5.91 4.47

2−3 kD (%) 0.89 5.27 4.63

1−2 kD (%) 0.91 13.70 11.42

500−1 000 D

(%)

0.48 24.58 20.36

180−500 D

(%)

1.96 28.47 35.30

≤180 D(%) 4.49 5.32 11.04

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马俊阳等: 米曲霉蛋白酶的分离纯化及酶学性质研究 89

约为37 kD和45 kD，与汤鸣强等[13]分离纯化出的中性蛋白酶(73.4 kD)和Vishwanatha 等[14]分离纯化出的酸性蛋白酶均不同，推测两种蛋白酶是新发现的蛋白酶，这将为米曲霉蛋白酶的进一步应用提供依据。P1和P2的酶学性质研究表明，两者的酶学性质存在差异：P1的最适作用条件为pH 8.0、 45 °C；P2的最适作用条件为pH 7.0、45 °C。P2的米氏常数较P1的要小，在一定程度上反映P2与底物具有较高的亲和力。

以Casein 、SPI 和BSA 三种天然蛋白为底物时，P1和P2均对疏水性蛋白Casein 有较高的水解活性，说明P1和P2对蛋白底物中的疏水性肽键具有很强的切割能力。一般来说，疏水性氨基酸在多肽中的含量越多苦味越强，另外Ishibashi 等

[15]

经分离纯化后可应用于满足不同需要的食品加工。

参 考 文 献

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认为多肽呈现苦味需要两个位点，其一为含较大疏水基团的氨基酸如Pro ，另一为含疏水基团或较大碱性基团的氨基酸如Arg ，当小肽中含有两者形成的肽键时其苦味会加重，而本研究获得的P1和P2对疏水性氨基酸构成的肽键具有很强的选择性，因此可在一定程度上降低多肽的苦味；但是，Otagiti [16]研究表明疏水性氨基酸残基位于C 端时苦味比位于中间位置时要明显，而P1和P2酶解后易形成C 末端为疏水氨基酸的小肽，因此为提高两种蛋白酶降低苦味的能力，可以考虑将P1和P2与端肽酶共同使用。

功能性小肽的制备质量及效果取决于所用的底物蛋白，也与蛋白酶的种类有关。本文获得的蛋白酶P1和P2分别酶解大豆分离蛋白后，酶解产物中的组分分子量分布广泛，这进一步说明P1和P2是内肽酶，作用于蛋白肽链的内部。P1和P2酶解产物中肽相对分子质量分布呈现出一定的差异，这可能是由于两种酶作用基团的不同造成的，它们作用于蛋白质的不同位点，从蛋白质内部按照各自的酶切方式获得酶解产物，以至于产生不同的产物。不同相对分子质量的大豆蛋白肽具有不同的功能特性，可根据产物的应用选择合适的酶解工艺参数，

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