四川大学学报(医学版)
2003; 34(2) :344～346
J Sichuan Univ (Med Sci Edi )
小鼠胚胎成纤维细胞的分离与培养
张 怡 赵连三
1
1△
汪成孝 雷秉钧
21
1. 四川大学华西医院传染科(成都610041) ; 2. 四川大学华西基础医学与法医学院免疫学教研室
【摘要】 目的 探讨影响小鼠胚胎成纤维细胞(M EF ) 分离和培养的一些因素, 以建立稳定的M EF 培养体系。方法 取BA L B /c 小鼠胚胎分离成纤维细胞, 利用体外培养体系, 对M EF 的生长形态、生长曲线及细胞周期进行观察, 并对不同胚胎日龄以及不同胰酶作用时间对M EF 分离及培养的影响进行研究。结果 13. 5d 胎龄鼠胚的M EF 分离效果优于10. 5d 、18. 5d 胎龄鼠胚; M EF 在体外为贴壁生长型细胞, 第三代细胞增殖旺盛; 在室温条件下, 0. 25%胰酶消化M EF 时间以3～5min 为宜。结论 M EF 在第3代增殖旺盛, 最适宜作胚胎干细胞的饲养层。
【关键词】 小鼠胚胎成纤维细胞 胚胎干细胞 饲养层
【中图分类号】 R329. 2
Isolation and Culture of Mouse Embryonic Fibroblast Z ha ng Yi *, Zhao Lia nsa n , Wa ng Che ng x ia o , Le i Bing jun.
T he I nf ectious D iseas es D ep ar tment , W est China H osp ital , Sichuan University , Cheng du 610041, China
【Abstract 】 Obj ective T o establish a stable cult ur e system o f mouse embry onic fibr obla st (M EF ). Methods
*
We isolated M EF fr o m t he embry os of BAL B/c mouse and investig ated t he mo rpholog y, g r ow th cur ve and cell cycle of M EF in v itr o . T he effects of the gestational ag e (days ) o f mo use embr yo s and the time o f dig estio n o n the isolation and culture o f M EF w ere assessed. Results T he mo use em br yo of 13. 5d is better than that of 10. 5d and 18. 5d o n the iso lat ion o f M EF. M EF in vitro is a kind of a dher ent cell w ith g oo d a bility fo r pr olifer ation in 5min . Conclusion M EFs (P 3) passag e 3. In ro om t emper atur e , the digestive time o f 0. 25%t ry psin should be 3-ar e quite suited to be a feeder lay er o f embry onic stem cells .
【Key words 】 M ouse em br yo nic fibro blast Embr yo nic stem cells F eeder layer
胚胎干细胞(em bry onic stem cells , ES 细胞) 是
指来源于着床前囊胚内细胞团或早期胎儿原始生殖细胞的一类未分化的全能性细胞, 具有无限增殖和全能分化的潜力
[1, 2]
公司产品。胰蛋白酶:SIGM A 公司产品。BALB /c 小鼠, 6～8周龄, 四川大学华西校区实验动物中心提供。胚胎取自妊娠10. 5d ～18. 5d 的BALB/c 孕鼠。流式细胞仪:FACSCan , 美国B -D 公司。1. 2 方法
1. 2. 1 原代MEF 的制备 将性成熟雌鼠(6～8周龄) 与雄鼠(8周龄) 按2∶1比例合笼, 每天早上观察雌鼠阴道口, 有乳白色或淡黄色胶冻状物(阴道栓) 者即认定为怀孕0. 5d 。取妊娠10. 5～18. 5d 的孕鼠, 按薛庆善的方法制备上清液。重复其消化过程, 直至上清澄清为止。合并各次上清, 1000r /m in 离心5min , 弃上清, 以完全培养液吹吸悬浮沉淀成
2
单细胞悬液, 加入25cm 培养瓶, 37℃, 5%CO 2培养。
1. 2. 2 继代MEF 培养 原代M EF 生长铺满培养瓶后消化传代, 消化液为0. 25%胰酶, 在显微镜下观察消化过程, 见细胞变圆后立即以完全培养液(含10%FBS 、100U /m l 青霉素和100 g /ml 链霉素的DMEM 低糖培养液) 终止消化。
1. 2. 3 细胞的冻存与复苏 冻存液为1份DMSO [4]
。但是, ES 细胞在体外极易分
化, 必须在培养基中加入分化抑制因子或将其培养在能分泌分化抑制因子的饲养单层细胞上。而单独应用分化抑制因子效果不甚理想, 因此, 选用状况良好的饲养层细胞至关重要。目前, 常用的饲养层细胞有小鼠胚胎成纤维细胞(mouse embryo nic fibroblast, M EF) 和STO 细胞(SIM 小鼠成纤维细胞的耐硫代鸟嘌呤和耐鸟苯苷亚系) [3]。前者由于取材容易, 价格低廉, 且分泌效果优于后者, 故得到广泛使用。本研究对影响MEF 分离和培养的一些因素和方法进行探索, 旨在建立稳定的M EF 培养体系。
1 材料与方法
1. 1 材料
DM EM (低糖) 及胎牛血清(FBS) 均为GIBCO
J Sichuan U niv (M ed Sci Edi) V o l. 34N o. 22003
345
进入对数生长期前出现, 并在培养第2～4d 时维持于一个较高的水平, 随后便下降至初始水平。
1. 2. 4 细胞生长曲线测定[5] 取MEF 第三代(P 3) 细胞接种至24孔板, 每日取3孔计数, 连续计数7d , 取每日均值作图, 即为细胞生长曲线。
1. 2. 5 细胞分裂指数测定[5] 将M EF (P 3) 培养于盖玻片上, 每日取一块进行固定、染色, 直至第7d , 镜下观察分裂相并计数。
1. 2. 6 细胞周期测定 消化培养至第3d 的M EF (P3) , 收集制成单细胞悬液, PBS 洗涤2次, 调整细胞浓度为1×106/ml 。取100 l 细胞悬液与400 l DNA 荧光染料混匀, 室温孵育30min , 流式细胞仪上机检测。细胞周期增殖指数(pr oliferation index , [6, 7]
按下式计算:PI )
PI (%) =
S+G M
×100%
G 1+S +G 2M
图1 MEF (P 3) 的生长曲线与细胞分裂指数Fig 1 G rowth curves and MI of MEF (P3) M I:M itotic index
2 结果
2. 1 生长形态观察
M EF 在体外为贴壁生长型细胞, 大小不均, 异质性较大, 原代培养约12h 开始贴壁, 胞质向外伸出伪足而形成梭形、多边形或不规则异形等形状, 中间有卵圆形核, 随着培养时间的延长(>10d) , 可见细胞卷层现象。原代MEF 中杂细胞较多, 传两代后(P 3) 细胞才较纯, 第五代(P 5) 以后, 可见细胞伪足增多, 并有分叉, 细胞内颗粒增多, 细胞之间空隙较大。
2. 2 不同日龄胚胎分离MEF 的结果
10. 5d 、13. 5d 、18. 5d 龄小鼠胚胎均可分离得到成纤维细胞, 但10. 5d 鼠胚太小, 不利操作, 分离所得细胞数量少; 18. 5d 鼠胚有骨细胞的混杂, 分离所得成纤维细胞中杂细胞较多, 且易老化; 13. 5d 胎鼠分离所得细胞数量多, 杂细胞较18. 5d 胎鼠少, 细胞增殖能力强。2. 3 胰酶消化时间
室温条件下, 对MEF 进行消化, 结果发现, M EF 在胰酶作用3min 时, 出现伪足收缩、细胞变圆, 但不浮起, 消化时间在3～5m in, 对继代培养无影响, 不过, 若消化时间>5min, 细胞大部分浮起, 且继代培养中附着细胞数减少。
2. 4 细胞生长曲线及细胞分裂指数(mitotic index , MI )
由图1可见, M EF (P 3) 在培养至第3d 时进入对数生长期, 细胞快速增加, 至6d 时细胞数达高峰, 未经明显的平台期, 便进入衰退期, 细胞数量下降
, 2. 5 细胞周期测定与增殖指数(PI )
细胞周期测定结果见图2。M EF(P3) 的PI 为53. 03, 细胞活跃增殖。
图2 MEF (P3) 的细胞周期Fig 2 T he cell cycle of MEF (P 3)
3 讨论
M EF 的培养液中有能够抑制ES 细胞自主分化的因子——白血病抑制因子(leukem ia inhibitor y factor , LIF ) 和促ES 细胞增殖的因子——成纤维细胞生长因子(fibroblast gro w th factor , FGF ) , 故能有效地在体外促进ES 细胞增殖并维持未分化状态。但MEF 生命期有限, 只有在P3至P5, MEF 的生长和分泌功能才保持旺盛, 且杂细胞也较少, 此外冻存也会影响其分泌功能, 因此, 为了满足ES 的培养需要, 必须不断制备M EF 。虽然STO 细胞在体外可长期传代, 但是其分泌效果不如M EF , 而且尚克刚等[8]在比较MEF 和ST O 细胞饲养层分离小鼠ES 细胞的效果时, 发现ST O 饲养层细胞分离的ES 细胞核型异常率高。因此, 建立稳定的M EF 培养体系就十分重要。
胚胎日龄对M EF 的分离有一定的影响, 有学
346
12～16d 之间。我们比较研究了10. 5d 、13. 5d 、18. 5d 龄小鼠胚胎的分离效果, 发现从13. 5d 龄小鼠胚胎的分离效果优于10. 5d 与18. 5d 龄小鼠胚胎。
在用胰酶消化组织细胞时, 既要离散细胞, 又要防止胰酶对细胞的损害, 减少细胞因消化过度而死亡。由于各实验室条件不同, 用消化液作用时间也不同。本研究结果显示, 在室温条件下, M EF 可耐受0. 25%胰酶3～5min 。为避免细胞受损, 最可靠的方法是在显微镜下进行消化, 不时观察, 见细胞离散、呈球形便及时终止消化过程。
本研究通过对MEF (P 3) 生长状况的观察发现, M I 值早于PI 值达到最高值, 出现于对数生长期之前, 提示M I 值可早期反映细胞的增殖情况。综上所述, M EF(P3) 增殖旺盛, 最适宜作ES 细胞培养的饲养层, 但仍需对其分泌能力作进一步的研究。
9745632
四川大学学报(医学版) 2003年第34卷第2期
S hamblott M J , Axelman J , Wang SP, et al . Divis ion of pluripotent stem cells from cu ltured hu man prim ord ial germ cells Proc Natl Acad Sci U SA, 1998; 95(23) :13726Evans
M J,
Kaufman
M H.
Es tablishm ent
in
cultu re of
pluripotent cells from mous e em bryos. (5819) :156
薛庆善. 体外培养的原理与技术. 第1版. 北京:科学出版社, 2001:516～517
鄂 征. 组织培养和分子生物学技术. 第2版. 北京:北京出版社, 1997:155
Lip pman M , Bolan G, Huff K, et al . T he effects of estrogen s and anties trogens on horm on e -respons ive hu man breas t can cer in longterm tiss ue culture. Cancer Res, 1976; 36(12) :4595M ark L, Grah am II, Paul A, e t al . Simu ltaneous meas urem ent of proges terone receptors and DNA indices b y flow cytom etry:Ch aracterization of an ass ay in breast can cer cell lines. Cancer Res , 1989; 49(15) :39348
尚克刚. 饲养层对维持新建ES 细胞系的影响. 北京大学学报(自然科学版) , 1994; 30(4) :500
安立龙, 杨 奇, 冯秀亮等. 牛类胚胎干细胞的分离与克隆. 中国农业科学, 2001; 34(5) :550
(2002-07-15收稿, 2002-11-12修回)
编辑 汤 洁Nature, 1981; 292
参
1
考文献
Th omson JA , Its kovitz-Eldor J , Sh apiro S S, et al . E mbryonic stem cell lines derived fr om h uman b lastocysts . S cience , 1998; 282(5391) :1145
(上接第282页)
按高峰值计算, 并提高给药剂量, 及时随访。
参
1
量24h 131I 摄取率的比较无显著性差异(P >0. 05) , 说明诊断剂量131I 摄取率可以完全反映治疗剂量131I 摄取率。同时我们也可以看到治疗剂量24h I 摄取率与诊断剂量6h 131I 摄取率比较有差异(P
通过治疗前后甲状腺I 摄取率的比较, 我们认为诊断剂量的24h I 摄取率可完全反映治疗剂量的131I 在甲状腺内的最佳吸收状况, 说明131I 在甲状腺内吸收达到高峰后, 两种剂量在甲状腺的摄取是一致的, 这与国外学者[4～6]的研究是一致的。因此, 在计算治疗给药剂量时应采用24h I 摄取率进行计算, 以达到最佳治疗目的。甲状腺功能仪测定的24h I 摄取率可完全反映治疗剂量
131
131
131131
131
131
131
[4]
131
考文献
Catar gi B, Leprat F, Gu yot M , et al . Optimized radioiodine therapy of Graves' dis ease :analysis of the delivered dose and other pos sible factors affecting outcom e . Eur J Endocr inol , 1999; 141(2) :117
234
谭天秩主编. 临床核医学. 第1版. 北京:人民卫生出版社, 1993:33
周新建, 刘世贞, 李从心等. 示踪和治疗剂量甲状腺吸131I 率和有效半衰期比较. 中华核医学杂志, 2000; 20(6) :247Yu M D, Hs ieh DS , Liou W L, et al . 155
A s tu dy of early
radioiodine thyr oid uptak e. An n Nucl M ed S ci, 2001; 14(3) :
5
Hayes AA , Akre CM , Gorman C A , et al . Iodine -131treatment of Gr aves' dis ease using m odified early iodine -131uptake m easuremen ts in th erapy dos e calculations. J Nucl M ed, 1990; 31(4) :519
6Van Iss elt JW, d e Klerk J M , Koppes ch aar HP, et al . Iodine-131uptak e and turnover rate vary over s hort intervals in Graves' dis ease . Nu cl M ed C om mun , 2000; 21(7) :609
(2002-06-10收稿, 2002-11-13修回)
编辑 汤 洁
I 摄取
率。当然对于个别I 摄取率高峰提前的患者则应
四川大学学报(医学版)
2003; 34(2) :344～346
J Sichuan Univ (Med Sci Edi )
小鼠胚胎成纤维细胞的分离与培养
张 怡 赵连三
1
1△
汪成孝 雷秉钧
21
1. 四川大学华西医院传染科(成都610041) ; 2. 四川大学华西基础医学与法医学院免疫学教研室
【摘要】 目的 探讨影响小鼠胚胎成纤维细胞(M EF ) 分离和培养的一些因素, 以建立稳定的M EF 培养体系。方法 取BA L B /c 小鼠胚胎分离成纤维细胞, 利用体外培养体系, 对M EF 的生长形态、生长曲线及细胞周期进行观察, 并对不同胚胎日龄以及不同胰酶作用时间对M EF 分离及培养的影响进行研究。结果 13. 5d 胎龄鼠胚的M EF 分离效果优于10. 5d 、18. 5d 胎龄鼠胚; M EF 在体外为贴壁生长型细胞, 第三代细胞增殖旺盛; 在室温条件下, 0. 25%胰酶消化M EF 时间以3～5min 为宜。结论 M EF 在第3代增殖旺盛, 最适宜作胚胎干细胞的饲养层。
【关键词】 小鼠胚胎成纤维细胞 胚胎干细胞 饲养层
【中图分类号】 R329. 2
Isolation and Culture of Mouse Embryonic Fibroblast Z ha ng Yi *, Zhao Lia nsa n , Wa ng Che ng x ia o , Le i Bing jun.
T he I nf ectious D iseas es D ep ar tment , W est China H osp ital , Sichuan University , Cheng du 610041, China
【Abstract 】 Obj ective T o establish a stable cult ur e system o f mouse embry onic fibr obla st (M EF ). Methods
*
We isolated M EF fr o m t he embry os of BAL B/c mouse and investig ated t he mo rpholog y, g r ow th cur ve and cell cycle of M EF in v itr o . T he effects of the gestational ag e (days ) o f mo use embr yo s and the time o f dig estio n o n the isolation and culture o f M EF w ere assessed. Results T he mo use em br yo of 13. 5d is better than that of 10. 5d and 18. 5d o n the iso lat ion o f M EF. M EF in vitro is a kind of a dher ent cell w ith g oo d a bility fo r pr olifer ation in 5min . Conclusion M EFs (P 3) passag e 3. In ro om t emper atur e , the digestive time o f 0. 25%t ry psin should be 3-ar e quite suited to be a feeder lay er o f embry onic stem cells .
【Key words 】 M ouse em br yo nic fibro blast Embr yo nic stem cells F eeder layer
胚胎干细胞(em bry onic stem cells , ES 细胞) 是
指来源于着床前囊胚内细胞团或早期胎儿原始生殖细胞的一类未分化的全能性细胞, 具有无限增殖和全能分化的潜力
[1, 2]
公司产品。胰蛋白酶:SIGM A 公司产品。BALB /c 小鼠, 6～8周龄, 四川大学华西校区实验动物中心提供。胚胎取自妊娠10. 5d ～18. 5d 的BALB/c 孕鼠。流式细胞仪:FACSCan , 美国B -D 公司。1. 2 方法
1. 2. 1 原代MEF 的制备 将性成熟雌鼠(6～8周龄) 与雄鼠(8周龄) 按2∶1比例合笼, 每天早上观察雌鼠阴道口, 有乳白色或淡黄色胶冻状物(阴道栓) 者即认定为怀孕0. 5d 。取妊娠10. 5～18. 5d 的孕鼠, 按薛庆善的方法制备上清液。重复其消化过程, 直至上清澄清为止。合并各次上清, 1000r /m in 离心5min , 弃上清, 以完全培养液吹吸悬浮沉淀成
2
单细胞悬液, 加入25cm 培养瓶, 37℃, 5%CO 2培养。
1. 2. 2 继代MEF 培养 原代M EF 生长铺满培养瓶后消化传代, 消化液为0. 25%胰酶, 在显微镜下观察消化过程, 见细胞变圆后立即以完全培养液(含10%FBS 、100U /m l 青霉素和100 g /ml 链霉素的DMEM 低糖培养液) 终止消化。
1. 2. 3 细胞的冻存与复苏 冻存液为1份DMSO [4]
。但是, ES 细胞在体外极易分
化, 必须在培养基中加入分化抑制因子或将其培养在能分泌分化抑制因子的饲养单层细胞上。而单独应用分化抑制因子效果不甚理想, 因此, 选用状况良好的饲养层细胞至关重要。目前, 常用的饲养层细胞有小鼠胚胎成纤维细胞(mouse embryo nic fibroblast, M EF) 和STO 细胞(SIM 小鼠成纤维细胞的耐硫代鸟嘌呤和耐鸟苯苷亚系) [3]。前者由于取材容易, 价格低廉, 且分泌效果优于后者, 故得到广泛使用。本研究对影响MEF 分离和培养的一些因素和方法进行探索, 旨在建立稳定的M EF 培养体系。
1 材料与方法
1. 1 材料
DM EM (低糖) 及胎牛血清(FBS) 均为GIBCO
J Sichuan U niv (M ed Sci Edi) V o l. 34N o. 22003
345
进入对数生长期前出现, 并在培养第2～4d 时维持于一个较高的水平, 随后便下降至初始水平。
1. 2. 4 细胞生长曲线测定[5] 取MEF 第三代(P 3) 细胞接种至24孔板, 每日取3孔计数, 连续计数7d , 取每日均值作图, 即为细胞生长曲线。
1. 2. 5 细胞分裂指数测定[5] 将M EF (P 3) 培养于盖玻片上, 每日取一块进行固定、染色, 直至第7d , 镜下观察分裂相并计数。
1. 2. 6 细胞周期测定 消化培养至第3d 的M EF (P3) , 收集制成单细胞悬液, PBS 洗涤2次, 调整细胞浓度为1×106/ml 。取100 l 细胞悬液与400 l DNA 荧光染料混匀, 室温孵育30min , 流式细胞仪上机检测。细胞周期增殖指数(pr oliferation index , [6, 7]
按下式计算:PI )
PI (%) =
S+G M
×100%
G 1+S +G 2M
图1 MEF (P 3) 的生长曲线与细胞分裂指数Fig 1 G rowth curves and MI of MEF (P3) M I:M itotic index
2 结果
2. 1 生长形态观察
M EF 在体外为贴壁生长型细胞, 大小不均, 异质性较大, 原代培养约12h 开始贴壁, 胞质向外伸出伪足而形成梭形、多边形或不规则异形等形状, 中间有卵圆形核, 随着培养时间的延长(>10d) , 可见细胞卷层现象。原代MEF 中杂细胞较多, 传两代后(P 3) 细胞才较纯, 第五代(P 5) 以后, 可见细胞伪足增多, 并有分叉, 细胞内颗粒增多, 细胞之间空隙较大。
2. 2 不同日龄胚胎分离MEF 的结果
10. 5d 、13. 5d 、18. 5d 龄小鼠胚胎均可分离得到成纤维细胞, 但10. 5d 鼠胚太小, 不利操作, 分离所得细胞数量少; 18. 5d 鼠胚有骨细胞的混杂, 分离所得成纤维细胞中杂细胞较多, 且易老化; 13. 5d 胎鼠分离所得细胞数量多, 杂细胞较18. 5d 胎鼠少, 细胞增殖能力强。2. 3 胰酶消化时间
室温条件下, 对MEF 进行消化, 结果发现, M EF 在胰酶作用3min 时, 出现伪足收缩、细胞变圆, 但不浮起, 消化时间在3～5m in, 对继代培养无影响, 不过, 若消化时间>5min, 细胞大部分浮起, 且继代培养中附着细胞数减少。
2. 4 细胞生长曲线及细胞分裂指数(mitotic index , MI )
由图1可见, M EF (P 3) 在培养至第3d 时进入对数生长期, 细胞快速增加, 至6d 时细胞数达高峰, 未经明显的平台期, 便进入衰退期, 细胞数量下降
, 2. 5 细胞周期测定与增殖指数(PI )
细胞周期测定结果见图2。M EF(P3) 的PI 为53. 03, 细胞活跃增殖。
图2 MEF (P3) 的细胞周期Fig 2 T he cell cycle of MEF (P 3)
3 讨论
M EF 的培养液中有能够抑制ES 细胞自主分化的因子——白血病抑制因子(leukem ia inhibitor y factor , LIF ) 和促ES 细胞增殖的因子——成纤维细胞生长因子(fibroblast gro w th factor , FGF ) , 故能有效地在体外促进ES 细胞增殖并维持未分化状态。但MEF 生命期有限, 只有在P3至P5, MEF 的生长和分泌功能才保持旺盛, 且杂细胞也较少, 此外冻存也会影响其分泌功能, 因此, 为了满足ES 的培养需要, 必须不断制备M EF 。虽然STO 细胞在体外可长期传代, 但是其分泌效果不如M EF , 而且尚克刚等[8]在比较MEF 和ST O 细胞饲养层分离小鼠ES 细胞的效果时, 发现ST O 饲养层细胞分离的ES 细胞核型异常率高。因此, 建立稳定的M EF 培养体系就十分重要。
胚胎日龄对M EF 的分离有一定的影响, 有学
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12～16d 之间。我们比较研究了10. 5d 、13. 5d 、18. 5d 龄小鼠胚胎的分离效果, 发现从13. 5d 龄小鼠胚胎的分离效果优于10. 5d 与18. 5d 龄小鼠胚胎。
在用胰酶消化组织细胞时, 既要离散细胞, 又要防止胰酶对细胞的损害, 减少细胞因消化过度而死亡。由于各实验室条件不同, 用消化液作用时间也不同。本研究结果显示, 在室温条件下, M EF 可耐受0. 25%胰酶3～5min 。为避免细胞受损, 最可靠的方法是在显微镜下进行消化, 不时观察, 见细胞离散、呈球形便及时终止消化过程。
本研究通过对MEF (P 3) 生长状况的观察发现, M I 值早于PI 值达到最高值, 出现于对数生长期之前, 提示M I 值可早期反映细胞的增殖情况。综上所述, M EF(P3) 增殖旺盛, 最适宜作ES 细胞培养的饲养层, 但仍需对其分泌能力作进一步的研究。
9745632
四川大学学报(医学版) 2003年第34卷第2期
S hamblott M J , Axelman J , Wang SP, et al . Divis ion of pluripotent stem cells from cu ltured hu man prim ord ial germ cells Proc Natl Acad Sci U SA, 1998; 95(23) :13726Evans
M J,
Kaufman
M H.
Es tablishm ent
in
cultu re of
pluripotent cells from mous e em bryos. (5819) :156
薛庆善. 体外培养的原理与技术. 第1版. 北京:科学出版社, 2001:516～517
鄂 征. 组织培养和分子生物学技术. 第2版. 北京:北京出版社, 1997:155
Lip pman M , Bolan G, Huff K, et al . T he effects of estrogen s and anties trogens on horm on e -respons ive hu man breas t can cer in longterm tiss ue culture. Cancer Res, 1976; 36(12) :4595M ark L, Grah am II, Paul A, e t al . Simu ltaneous meas urem ent of proges terone receptors and DNA indices b y flow cytom etry:Ch aracterization of an ass ay in breast can cer cell lines. Cancer Res , 1989; 49(15) :39348
尚克刚. 饲养层对维持新建ES 细胞系的影响. 北京大学学报(自然科学版) , 1994; 30(4) :500
安立龙, 杨 奇, 冯秀亮等. 牛类胚胎干细胞的分离与克隆. 中国农业科学, 2001; 34(5) :550
(2002-07-15收稿, 2002-11-12修回)
编辑 汤 洁Nature, 1981; 292
参
1
考文献
Th omson JA , Its kovitz-Eldor J , Sh apiro S S, et al . E mbryonic stem cell lines derived fr om h uman b lastocysts . S cience , 1998; 282(5391) :1145
(上接第282页)
按高峰值计算, 并提高给药剂量, 及时随访。
参
1
量24h 131I 摄取率的比较无显著性差异(P >0. 05) , 说明诊断剂量131I 摄取率可以完全反映治疗剂量131I 摄取率。同时我们也可以看到治疗剂量24h I 摄取率与诊断剂量6h 131I 摄取率比较有差异(P
通过治疗前后甲状腺I 摄取率的比较, 我们认为诊断剂量的24h I 摄取率可完全反映治疗剂量的131I 在甲状腺内的最佳吸收状况, 说明131I 在甲状腺内吸收达到高峰后, 两种剂量在甲状腺的摄取是一致的, 这与国外学者[4～6]的研究是一致的。因此, 在计算治疗给药剂量时应采用24h I 摄取率进行计算, 以达到最佳治疗目的。甲状腺功能仪测定的24h I 摄取率可完全反映治疗剂量
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考文献
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(2002-06-10收稿, 2002-11-13修回)
编辑 汤 洁
I 摄取
率。当然对于个别I 摄取率高峰提前的患者则应